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La sève végétale est un régime alimentaire déséquilibré pour les pucerons, car elle manque d'[[Acide aminé essentiel|acides aminés essentiels]], que les pucerons, comme tous les animaux, ne peuvent pas synthétiser, et possède une pression osmotique élevée en raison de sa forte concentration en saccharose<ref name="Fisher" />{{,}}<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Dadd, R. H. |auteur2=Mittler, T. E. |titre=Studies on the artificial feeding of the aphid ''Myzus persicae'' (Sulzer) – III. Some major nutritional requirements |périodique=Journal of Insect Physiology |volume=11 |numéro=6 |année=1965 |pmid=5827534 |doi=10.1016/0022-1910(65)90154-X |pages=717–743}}</ref>. Les acides aminés essentiels sont fournis aux pucerons par des [[endosymbiote]]s bactériens, hébergés dans des cellules spéciales, les [[bactériocyte]]s<ref>{{Ouvrage |langue=en |auteur1=Buchner, Paul |titre=Endosymbiosis of animals with plant microorganisms |éditeur=[[Interscience]] |année=1965 |isbn=978-0-470-11517-6}}</ref>. Ces symbiontes recyclent le glutamate, un déchet métabolique de leur hôte, en acides aminés essentiels<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Whitehead, L. F. |auteur2=Douglas, A. E. |titre=A metabolic study of ''Buchnera'', the intracellular bacterial symbionts of the pea aphid ''Acyrthosiphon pisum'' |périodique=Journal of General Microbiology |volume=139 |numéro=4 |année=1993 |doi=10.1099/00221287-139-4-821 |lire en ligne=http://mic.sgmjournals.org/cgi/reprint/139/4/821.pdf |pages=821–826}}</ref>{{,}}<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Febvay, Gérard |auteur2=Liadouze, Isabelle |auteur3=Guillaud, Josette |auteur4=Bonnot, Guy |titre=Analysis of energetic amino acid metabolism in ''Acyrthosiphon pisum'': a multidimensional approach to amino acid metabolism in aphids |périodique=Archives of Insect Biochemistry and Physiology |volume=29 |numéro=1 |année=1995 |doi=10.1002/arch.940290106 |pages=45–69}}</ref>.
La sève végétale est un régime alimentaire déséquilibré pour les pucerons, car elle manque d'[[Acide aminé essentiel|acides aminés essentiels]], que les pucerons, comme tous les animaux, ne peuvent pas synthétiser, et possède une pression osmotique élevée en raison de sa forte concentration en saccharose<ref name="Fisher" />{{,}}<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Dadd, R. H. |auteur2=Mittler, T. E. |titre=Studies on the artificial feeding of the aphid ''Myzus persicae'' (Sulzer) – III. Some major nutritional requirements |périodique=Journal of Insect Physiology |volume=11 |numéro=6 |année=1965 |pmid=5827534 |doi=10.1016/0022-1910(65)90154-X |pages=717–743}}</ref>. Les acides aminés essentiels sont fournis aux pucerons par des [[endosymbiote]]s bactériens, hébergés dans des cellules spéciales, les [[bactériocyte]]s<ref>{{Ouvrage |langue=en |auteur1=Buchner, Paul |titre=Endosymbiosis of animals with plant microorganisms |éditeur=[[Interscience]] |année=1965 |isbn=978-0-470-11517-6}}</ref>. Ces symbiontes recyclent le glutamate, un déchet métabolique de leur hôte, en acides aminés essentiels<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Whitehead, L. F. |auteur2=Douglas, A. E. |titre=A metabolic study of ''Buchnera'', the intracellular bacterial symbionts of the pea aphid ''Acyrthosiphon pisum'' |périodique=Journal of General Microbiology |volume=139 |numéro=4 |année=1993 |doi=10.1099/00221287-139-4-821 |lire en ligne=http://mic.sgmjournals.org/cgi/reprint/139/4/821.pdf |pages=821–826}}</ref>{{,}}<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Febvay, Gérard |auteur2=Liadouze, Isabelle |auteur3=Guillaud, Josette |auteur4=Bonnot, Guy |titre=Analysis of energetic amino acid metabolism in ''Acyrthosiphon pisum'': a multidimensional approach to amino acid metabolism in aphids |périodique=Archives of Insect Biochemistry and Physiology |volume=29 |numéro=1 |année=1995 |doi=10.1002/arch.940290106 |pages=45–69}}</ref>.

=== Socialité ===
Certains pucerons présentent certains traits de l'[[eusocialité]], rejoignant des insectes tels que les [[fourmi]]s, les [[abeille]]s et les [[termite]]s. Cependant, il existe des différences entre ces insectes sociaux sexuels et les pucerons clonaux, qui descendent tous d'une seule femelle [[Parthénogenèse|parthénogénétiquement]] et partagent un [[génome]] identique. Une cinquantaine d'espèces de pucerons, réparties dans les familles parentes [[Pemphigidae]] et [[Hormaphididae]], tous deux des espèces qui alternent entre leurs plantes hôtes, ont une forme défensive. Il s'agit d'espèces créatrices de [[Galle (botanique)|galle]], la colonie vivant et se nourrissant à l'intérieur d'une galle qu'elle forme dans les tissus de l'hôte. Au sein de la population clonale de ces pucerons, il peut y avoir un certain nombre de morphologies distinctes, ce qui pose les bases d'une éventuelle spécialisation des individus ; dans ce cas une caste défensive. La morphologie des soldats est principalement des premier et deuxième [[Cycle de vie de l'insecte|stades]], le troisième stade étant impliqué pour les espèces ''Eriosoma moriokense'', les seuls soldats adultes connus étant de l'espèce ''Smythurodes betae''. Les pattes arrière des soldats sont pourvues de griffes, fortement sclérosées et leurs stylets sont robustes, permettant de rompre et d'écraser les petits prédateurs<ref>{{Article |prénom1=D. L. |nom1=Stern |prénom2=W. A. |nom2=Foster |titre=The evolution of soldiers in aphids |périodique=Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society |volume=71 |numéro=1 |date=1996 |pmid=8603120 |doi=10.1111/j.1469-185X.1996.tb00741.x |pages=27–79}}</ref>. Les soldats larvaires sont des individus altruistes, incapables d'avancer vers les adultes reproducteurs mais agissant en permanence dans l'intérêt de la colonie. Une autre exigence pour le développement de la socialité est fournie par la galle, qui représente une maison coloniale à défendre des prédateurs<ref name="Choe">{{cite book |author1=Choe; Jae C.|author2=Crespi, Bernard J. |title=The Evolution of Social Behaviour in Insects and Arachnids |url=https://books.google.com/?id=qkHHO_SmM_kC&pg=PA150 |year=1997 |publisher=Cambridge University Press |isbn=978-0-521-58977-2 |pages=150–152}}</ref>.

Les soldats de colonies de pucerons de galle s'occupent également de nettoyer la colonie. Le [[miellat]] sécrété par les pucerons est enrobé dans une cire en poudre pour former des {{citation|billes liquides}} que les soldats font rouler hors de la galle par de petits orifices<ref name=Kutsukake2012/>{{,}}<ref name="Pike2002">{{Cite journal |last1=Pike |first1=N. |last2=Richard |first2=D. |last3=Foster |first3=W. |last4=Mahadevan |first4=L. |title=How aphids lose their marbles |doi=10.1098/rspb.2002.1999 |journal=Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences |volume=269 |issue=1497 |pages=1211–5 |year=2002 |pmid=12065036 |pmc=1691028}}</ref>. Les pucerons qui forment des galles fermées utilisent le système vasculaire de la plante comme plomberie : les surfaces intérieures des galles sont très absorbantes et les déchets sont absorbés et emportés par la plante<ref name=Kutsukake2012/>.


== Interactions biologiques ==
== Interactions biologiques ==
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=== Induction de galles ===
=== Induction de galles ===
[[Fichier:Galle sur le Pistachier térébinthe due à l'insecte aphide Baizongia pistaciae.png|thumb|right|Cette galle a été ouverte transversalement, on observe à l'intérieur les amas de points blancs qui correspondent aux aphides.]]
[[Fichier:Galle sur le Pistachier térébinthe due à l'insecte aphide Baizongia pistaciae.png|thumb|Cette galle a été ouverte transversalement, on observe à l'intérieur les amas de points blancs qui correspondent aux aphides.]]
[[Fichier:Galle cornue sur le Pistachier térébinthe due à l'insecte aphide Baizongia pistaciae.png|thumb|left|Cette [[galle (botanique)|galle]] de forme cornue a été observée dans la [[garrigue]] des [[gorges de la Jonte]].]]
Certains aphides sont capables d'induire la production de [[Galle (botanique)|galles]] sur des plantes hôtes. C'est le cas de la galle cornue produite par l'aphide ''[[Baizongia pistaciae]]'' sur le [[Pistachier térébinthe]]
Certains aphides sont capables d'induire la production de [[Galle (botanique)|galles]] sur des plantes hôtes. C'est le cas de la galle cornue produite par l'aphide ''[[Baizongia pistaciae]]'' sur le [[Pistachier térébinthe]]
<ref>{{Article |auteur1=David Wool |titre=Autoecology of Baizongia pistaciae (L.): a monographical study of a galling aphid |périodique=Israel Journal of Entomology |volume=41-42 |date=2012 |lire en ligne=http://www.entomology.org.il/sites/default/files/pdfs/Wool-final.pdf |consulté le=2018-11-10 |pages=67-93}}.</ref>.
<ref>{{Article |auteur1=David Wool |titre=Autoecology of Baizongia pistaciae (L.): a monographical study of a galling aphid |périodique=Israel Journal of Entomology |volume=41-42 |date=2012 |lire en ligne=http://www.entomology.org.il/sites/default/files/pdfs/Wool-final.pdf |consulté le=2018-11-10 |pages=67-93}}.</ref>.


=== Symbioses ===
=== Endosymbiose bactérienne ===
L'[[endosymbiose]] avec des [[micro-organisme]]s est courante chez les [[insecte]]s ; plus de {{unité|10|%}} des espèces d'insectes dépendant de [[bactérie]]s intracellulaires pour leur développement et leur survie<ref name="BaumannMoran2006">{{Ouvrage |langue=en |prénom1=Paul |nom1=Baumann |prénom2=Nancy A. |nom2=Moran |prénom3=Linda |nom3=Baumann |titre=The Prokaryotes |année=2006 |pages totales=403–438 |isbn=978-0-387-25476-0 |doi=10.1007/0-387-30741-9_16 |lire en ligne=https://archive.org/details/The_Prokaryotes_Vol._1_Symbiotic_Associations_Biotechnology_Applied_Microbiology |titre chapitre=Bacteriocyte-Associated Endosymbionts of Insects}}</ref>. Les pucerons hébergent une [[symbiose]] obligatoire transmise verticalement (du parent à sa progéniture) avec ''[[Buchnera aphidicola]]'', le symbiote primaire, à l'intérieur de cellules spécialisées, les [[bactériocyte]]s<ref name="Douglas1998">{{Article |langue=en |prénom1=A. E. |nom1=Douglas |titre=Nutritional Interactions in Insect-Microbial Symbioses: Aphids and Their Symbiotic BacteriaBuchnera |périodique=Annual Review of Entomology |volume=43 |numéro=1 |année=1998 |pmid=15012383 |doi=10.1146/annurev.ento.43.1.17 |pages=17–37}}</ref>. Cinq des gènes de la bactérie ont été transférés au puceron<ref>{{Article |langue=en |prénom1=Andrzej |nom1=Bodył |prénom2=Paweł |nom2=Mackiewicz |prénom3=Przemysław |nom3=Gagat |titre=Organelle Evolution: Paulinella Breaks a Paradigm |périodique=Current Biology |volume=22 |numéro=9 |année=2012 |pmid=22575468 |doi=10.1016/j.cub.2012.03.020 |pages=R304–R306}}</ref>. On estime que l'association initiale a pu se produire chez un ancêtre commun il y a 160 à {{unité|280|millions d'années}} et a permis aux pucerons d'exploiter une nouvelle [[niche écologique]] en se nourrissant de [[phloème]] de [[Tracheophyta|plantes vasculaires]]. ''Buchnera aphidicola'' fournit à son hôte des [[Acide aminé essentiel|acides aminés essentiels]], qui sont présents en faible concentration dans la [[sève]] des plantes. Les métabolites des endosymbiontes sont également excrétés dans le miellat<ref>{{Article |langue=en |prénom1=Ahmed |nom1=Sabri |prénom2=Sophie |nom2=Vandermoten |prénom3=Pascal D. |nom3=Leroy |prénom4=Eric |nom4=Haubruge |titre=Proteomic Investigation of Aphid Honeydew Reveals an Unexpected Diversity of Proteins |périodique=PLOS ONE |volume=8 |numéro=9 |date=2013-09-25 |issn=1932-6203 |pmid=24086359 |pmcid=3783439 |doi=10.1371/journal.pone.0074656 |bibcode=2013PLoSO...874656S |pages=e74656 |nom5=Hance |prénom5=Thierry |nom6=Thonart |prénom6=Philippe |nom7=De Pauw |prénom7=Edwin |nom8=Francis |prénom8=Frédéric}}</ref>. Les conditions intracellulaires stables, ainsi que l’effet de goulot d'étranglement ressenti lors de la transmission de quelques bactéries de la mère à chaque [[Nymphe (biologie)|nymphe]], augmentent la probabilité de transmission de mutations et de délétions de gènes<ref name="Perez-BrocalGil2006">{{Article |langue=en |prénom1=V. |nom1=Perez-Brocal |prénom2=R. |nom2=Gil |prénom3=S. |nom3=Ramos |prénom4=A. |nom4=Lamelas |titre=A Small Microbial Genome: The End of a Long Symbiotic Relationship? |périodique=Science |volume=314 |numéro=5797 |année=2006 |pmid=17038625 |doi=10.1126/science.1130441 |bibcode=2006Sci...314..312P |pages=312–313 |nom5=Postigo |prénom5=M. |nom6=Michelena |prénom6=J.M. |nom7=Silva |prénom7=F. J. |nom8=Moya |prénom8=A. |nom9=Latorre |prénom9=A.}}</ref>{{,}}<ref name="MiraMoran2002">{{Article |langue=en |prénom1=A. |nom1=Mira |prénom2=Nancy A. |nom2=Moran |titre=Estimating Population Size and Transmission Bottlenecks in Maternally Transmitted Endosymbiotic Bacteria |périodique=Microbial Ecology |volume=44 |numéro=2 |année=2002 |pmid=12087426 |doi=10.1007/s00248-002-0012-9 |pages=137–143}}</ref>. En conséquence, la taille du [[génome]] de ''Buchnera aphidicola'' est fortement réduite par rapport à son ancêtre supposé<ref name="SakakiShigenobu2000">{{cite journal |last1=Sakaki |first1=Yoshiyuki |last2=Shigenobu |first2=Shuji |last3=Watanabe |first3=Hidemi |last4=Hattori |first4=Masahira |last5=Ishikawa |first5=Hajime |title=Genome sequence of the endocellular bacterial symbiont of aphids ''Buchnera'' sp. APS| journal=Nature |volume=407 |issue=6800 |year=2000 |pages=81–86 |doi=10.1038/35024074|pmid=10993077 |bibcode=2000Natur.407...81S }}</ref>. Malgré la perte apparente de [[Facteur de transcription|facteurs de transcription]] dans le génome réduit, l'[[expression génétique]] est fortement régulée, comme le montre la variation décuplée des niveaux d'expression entre les différents gènes dans des conditions normales<ref name="ViñuelasCalevro2007">{{Article |langue=en |prénom1=José |nom1=Viñuelas |prénom2=Federica |nom2=Calevro |prénom3=Didier |nom3=Remond |prénom4=Jacques |nom4=Bernillon |titre=Conservation of the links between gene transcription and chromosomal organization in the highly reduced genome of Buchnera aphidicola |périodique=BMC Genomics |volume=8 |numéro=1 |année=2007 |pmid=17547756 |pmcid=1899503 |doi=10.1186/1471-2164-8-143 |pages=143 |nom5=Rahbé |prénom5=Yvan |nom6=Febvay |prénom6=Gérard |nom7=Fayard |prénom7=Jean-Michel |nom8=Charles |prénom8=Hubert}}</ref>. On pense que la [[Transcription (biologie)|transcription]] du gène de ''Buchnera aphidicola'', bien que mal comprise, est régulée par un petit nombre de régulateurs de transcription globaux et/ou par les apports en nutriments de l'hôte du puceron<ref>{{Article |langue=en |auteur1=Moran, Nancy A. |auteur2=Dunbar, Helen E. |auteur3=Wilcox, Jennifer L. |titre=Regulation of Transcription in a Reduced Bacterial Genome: Nutrient-Provisioning Genes of the Obligate Symbiont ''Buchnera aphidicola'' |périodique=Journal of Bacteriology |volume=187 |numéro=12 |année=2005 |pmid=15937185 |pmcid=1151715 |doi=10.1128/JB.187.12.4229-4237.2005 |pages=4229–4237}}</ref>.
Les pucerons sont toujours (dans la nature) associés avec des bactéries [[Endosymbiose|endosymbiotiques]], de genre ''[[Buchnera]]'', dans des [[bactériocyte]]s ou dans des cellules généralistes.
Cette [[symbiose]] se déroule de la façon suivante : « en échange » de l'accueil au sein des cellules du puceron, ''Buchnera'' synthétise des nutriments que le puceron n'est pas capable de trouver dans son alimentation uniquement constituée de sève végétale (et donc très riche en sucres mais pauvre en certains acides aminés)<ref>{{Article |auteur1=A. E. Douglas |titre=Nutritional Interactions in Insect-Microbial Symbioses: Aphids and Their Symbiotic Bacteria Buchnera |périodique=Annual Review of Entomology |volume=43 |numéro=1 |date=1998 |doi=10.1146/annurev.ento.43.1.17 |lire en ligne=http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.ento.43.1.17 |consulté le=2013-10-19 |pages=17-37}}.</ref>.


Certaines colonies de pucerons abritent également des symbiotes bactériens secondaires ou facultatifs. Ceux-ci sont transmis verticalement, et parfois aussi horizontalement (d'une lignée à une autre et éventuellement d'une espèce à une autre)<ref>{{cite journal |author1=Tsuchida, T. |author2=Koga, R. |author3=Meng, X. Y. |author4=T. Matsumoto |author5=T. Fukatsu |year=2005 |title=Characterization of a facultative endosymbiotic bacterium of the pea aphid ''Acyrthosiphon pisum'' |journal=Microbial Ecology |volume=49 |issue=1 |pages=126–133 |pmid=15690225 |doi=10.1007/s00248-004-0216-2}}</ref>{{,}}<ref name="SakuraiKoga2005">{{cite journal |last1=Sakurai |first1=M. |last2=Koga |first2=R. |last3=Tsuchida |first3=T. |last4=Meng |first4=X.-Y. |last5=Fukatsu |first5=T. |title=Rickettsia Symbiont in the Pea Aphid Acyrthosiphon pisum: Novel Cellular Tropism, Effect on Host Fitness, and Interaction with the Essential Symbiont Buchnera |journal=Applied and Environmental Microbiology |volume=71 |issue=7 |year=2005 |pages=4069–4075 |doi=10.1128/AEM.71.7.4069-4075.2005|pmid=16000822 |pmc=1168972 }}</ref>. Jusqu'à présent, seul le rôle de certains des symbiotes secondaires a été décrit ; ''Regiella insecticola'' joue un rôle dans la définition de la gamme de plantes hôtes<ref name="FerrariScarborough2007">{{cite journal |last1=Ferrari |first1=Julia |last2=Scarborough |first2=Claire L. |last3=Godfray |first3=H. Charles J. |title=Genetic variation in the effect of a facultative symbiont on host-plant use by pea aphids |journal=Oecologia |volume=153 |issue=2 |year=2007 |pages=323–329 |doi=10.1007/s00442-007-0730-2|pmid=17415589 |bibcode=2007Oecol.153..323F }}</ref>{{,}}<ref name="SimonCarre2003">{{cite journal |last1=Simon |first1=J.-C. |last2=Carre |first2=S. |last3=Boutin |first3=M. |last4=Prunier-Leterme |first4=N. |last5=Sabater-Munoz |first5=B. |last6=Latorre |first6=A. |last7=Bournoville |first7=R. |title=Host-based divergence in populations of the pea aphid: insights from nuclear markers and the prevalence of facultative symbionts |journal=Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences |volume=270 |issue=1525 |year=2003 |pages=1703–1712 |doi=10.1098/rspb.2003.2430|pmid=12964998 |pmc=1691435 }}</ref>, ''[[Candidatus Hamiltonella defensa|Hamiltonella defensa]]'' fournit une résistance aux [[parasitoïde]]s mais seulement lorsqu'elle est à son tour infectée par le [[bactériophage]] APSE<ref>{{Ouvrage |langue=en |prénom1=Stephanie R. |nom1=Weldon |prénom2=Kerry M. |nom2=Oliver |titre=The Mechanistic Benefits of Microbial Symbionts |éditeur=Springer, Cham |collection=Advances in Environmental Microbiology |date=2016 |pages totales=173–206 |isbn=9783319280660 |doi=10.1007/978-3-319-28068-4_7}}</ref>{{,}}<ref>{{Article |langue=en |prénom1=S. R. |nom1=Weldon |prénom2=M. R. |nom2=Strand |prénom3=K. M. |nom3=Oliver |titre=Phage loss and the breakdown of a defensive symbiosis in aphids |périodique=Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences |volume=280 |numéro=1751 |date=2013-01-22 |pmid=23193123 |pmcid=3574403 |doi=10.1098/rspb.2012.2103 |pages=20122103}}</ref>, et ''Serratia symbiotica'' prévient les effets délétères de la chaleur<ref name="OliverMoran2006">{{Article |langue=en |prénom1=K. M. |nom1=Oliver |prénom2=Nancy A. |nom2=Moran |prénom3=M. S. |nom3=Hunter |titre=Costs and benefits of a superinfection of facultative symbionts in aphids |périodique=Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences |volume=273 |numéro=1591 |année=2006 |pmid=16720402 |pmcid=1560284 |doi=10.1098/rspb.2005.3436 |pages=1273–1280}}</ref>.
De plus, les pucerons peuvent être associés à un grand nombre d'autres bactéries en une symbiose facultative. Ces symbioses facultatives peuvent être utiles au puceron pour permettre entre autres à celui-ci de s'adapter à ses hôtes, de résister à ses prédateurs (parasitoïdes…). Seules les symbioses avec les bactéries de genre ''Buchnera'' sont obligatoires pour le puceron (il ne peut survivre sans).
{{clr}}


== Interaction avec l'humain ==
== Interaction avec l'humain ==

Version du 16 juin 2020 à 18:24

Pucerons

Les Pucerons sont de petits insectes suceurs de sève qui représentent la super-famille des Aphidoidea. Les noms communs comprennent le puceron vert et le puceron noir, bien que les individus d'une même espèce peuvent avoir des couleurs très différentes.

Un cycle de vie typique implique des femelles incapables de voler qui donnent naissance à des nymphes femelles sans la participation des mâles ; les nouveau-nés peuvent aussi être déjà enceintes, ce que les scientifiques appellent « développement télescopique ». Les femelles se reproduisent à profusion, ce qui fait que le nombre de ces insectes se multiplie rapidement. Les femelles ailées peuvent se développer plus tard dans la saison, ce qui permet aux insectes de coloniser de nouvelles plantes. Dans les régions tempérées, une phase de reproduction sexuée a lieu à l'automne, les insectes passant souvent l'hiver sous forme d'œufs.

Le cycle de vie de certaines espèces implique une alternance entre deux espèces de plantes hôtes, par exemple entre une culture et une plante ligneuse. Certaines espèces se nourrissent d'un seul type de plante, tandis que d'autres sont généralistes et colonisent de nombreux groupes de plantes. Environ 5 000 espèces de pucerons ont été décrites, toutes comprises dans la famille des Aphididae. Environ 400 d'entre elles se trouvent sur des cultures vivrières et fibreuses, et beaucoup sont de sérieux parasites pour l'agriculture et de la sylviculture, ainsi qu'une gêne pour les jardiniers. Certaines familles de fourmis ont une relation mutualiste avec les pucerons, s'occupant d'eux pour cultiver leur miellat et les protégeant des prédateurs.

Les pucerons sont parmi les insectes nuisibles les plus destructeurs pour les plantes cultivées dans les régions tempérées. En plus d'affaiblir la plante en aspirant sa sève, ils agissent comme vecteurs de virus végétaux et défigurent les plantes ornementales en y déposant du miellat et par la croissance ultérieure de fumagine. En raison de leur capacité à augmenter rapidement leur nombre par reproduction asexuée et développement télescopique, ils constituent un groupe d'organismes très performant d'un point de vue écologique.

La lutte contre les pucerons n'est pas facile. Les insecticides ne donnent pas toujours des résultats fiables, étant donné leur résistance à plusieurs classes d'insecticides et le fait que les pucerons se nourrissent souvent de la face inférieure des feuilles. À l'échelle du jardin, des jets d'eau et des pulvérisations de savon sont assez efficaces. Les ennemis naturels du puceron sont les coccinelles prédatrices, les larves de syrphes, les guêpes parasitoïdes, les larves de cécidomyie du puceron, les araignées-crabes, les larves de névroptères et les champignons entomopathogènes. Une stratégie de lutte intégrée contre les parasites utilisant des moyens biologiques peut fonctionner, mais elle est difficile à réaliser, sauf dans des environnements fermés comme les serres.

Anatomie

Puceron dont les cornicules sécrètent du miellat.

Les pucerons sont de petits insectes mesurant généralement entre 1 et 4 millimètres. La plupart des pucerons ont un corps mou, qui peut être vert, noir, brun, rose ou presque incolore. Les pucerons ont des antennes avec deux segments basaux courts et larges et jusqu'à quatre segments terminaux minces. Ils ont une paire d'yeux composés, avec un tubercule oculaire derrière et au-dessus de chaque œil, constitué de trois lentilles (appelées triommatidia)[1]. Ils se nourrissent de sève en utilisant des pièces buccales suceuses appelées stylets, enfermées dans une gaine appelée rostre, qui est formée à partir de modifications de la mandibule et du maxillaire des pièces buccales de l'insecte[2].

Ils ont de longues et fines pattes avec un tarse à deux articulations et deux griffes. La majorité des pucerons sont dépourvus d'ailes, mais des formes ailées sont produites à certaines périodes de l'année chez de nombreuses espèces. La plupart des pucerons possèdent une paire de cornicules (siphunculi), tubes abdominaux situés sur la surface dorsale de leur cinquième segment abdominal, par lesquels ils exsudent des gouttelettes d'un liquide défensif à durcissement rapide contenant des triglycérides, appelé miellat[2]. D'autres composés défensifs peuvent également être produits par certaines espèces[3]. Les pucerons ont une protubérance en forme de queue appelée caudale au-dessus de leurs ouvertures rectales[1],[4].

Lorsque la qualité de la plante hôte devient mauvaise ou que les conditions deviennent difficiles, certaines espèces de pucerons produisent une progéniture ailée (alates) qui peut se disperser vers d'autres sources de nourriture. Les pièces buccales ou les yeux peuvent être petits ou manquants chez certaines espèces et formes[3].

Évolution

Histoire des fossiles

Avant-garde de puceron Vosegus triassicus du début du Trias moyen[5].
Un puceron fossilisé dans de l'ambre de la Baltique de l'Éocène.

Les pucerons, ainsi que les familles des Adelgidae et des Phylloxeridae étroitement apparentées, ont probablement évolué à partir d'un ancêtre commun il y a environ 280 millions d'années, au début de la période permienne[6]. Ils se nourrissaient probablement de plantes telles que des Cordaitales ou des Cycadophytes (Cycadophyta). Avec leur corps mou, les pucerons ne se fossilisent pas bien, et le plus ancien fossile connu est celui de l'espèce Triassoaphis cubitus datant du Trias[7]. Il arrive cependant qu'ils se coincent dans des exsudats végétaux qui se solidifient en ambre. En 1967, lorsque le professeur Ole Engel Heie écrit sa monographie Études sur les pucerons fossiles, une soixantaine d'espèces du Trias, du Jurassique, du Crétacé et surtout du Tertiaire sont décrites, l'ambre de la Baltique apportant une quarantaine d'autres espèces[8]. Le nombre total d'espèces était faible, mais augmente considérablement avec l'apparition des angiospermes il y a 160 millions d'années, ce qui permet aux plantes à fleurs de se diversifier et entraîne ainsi la spécialisation des pucerons. Les premiers pucerons étaient probablement polyphages, la monophagie se développant plus tard[1]. Il est probable que les ancêtres des Adelgidae vivaient sur des conifères (Pinophyta) tandis que ceux des Aphidoidea se nourrissaient de la sève des Podocarpacées (Podocarpaceae) ou des Araucariacées (Araucariaceae) qui ont survécu aux extinctions de la fin du Crétacé. Les organes tels que les cornicules ne sont pas apparus avant le Crétacé[6],[9]. Une autre étude suggère que les pucerons ancestraux ont pu vivre sur l'écorce des angiospermes et que le fait de se nourrir des feuilles pourrait être un trait dérivé. Les Lachninae ont de longues pièces buccales qui conviennent à la vie sur de l'écorce et il a été suggéré que son ancêtre du Crétacé moyen se nourrissait de l'écorce des angiospermes, passant aux feuilles des conifères hôtes à la fin du Crétacé[10]. Les Phylloxeridae sont peut-être la plus ancienne famille encore existante, mais leurs traces fossiles sont limitées au Paléophylloxéra du Miocène inférieur[11].

Taxonomie

La reclassification de la fin du XXe siècle au sein des hémiptères (Hemiptera) a réduit l'ancien taxon « Homoptera » à deux sous-ordres : Sternorrhyncha (pucerons, aleurodes, cochenilles, Psylloideaetc.) et Auchenorrhyncha (cigales, cicadelles, Membracidae, fulgoresetc.). L'infra-ordre des Aphidomorpha au sein des Sternorrhyncha varie en fonction de la circonscription, plusieurs groupes fossiles étant particulièrement difficiles à placer, mais comprend les Adelgoidea, les Aphidoidea et les Phylloxeroidea[12]. Certains auteurs utilisent une seule superfamille d'Aphidoidea dans laquelle sont également inclus les Phylloxeridae et les Adelgidae, tandis que d'autres comprennent les Aphidoidea avec une super-famille sœur de Phylloxeroidea dans laquelle sont placés les Adelgidae et les Phylloxeridae[13]. Les reclassifications du début du 21e siècle ont considérablement réorganisé les familles au sein des Aphidoidea : certaines vieilles familles ont été réduites au rang de sous-famille (par exemple les Eriosomatinae), et de nombreuses anciennes sous-familles ont été élevées au rang de famille. Les classifications les plus récentes, qui font autorité, regroupent trois superfamilles : Adelgoidea, Phylloxeroidea et Aphidoidea. Les Aphidoidea comprennent une seule grande famille, les Aphididae ou aphidiens, qui comprend plus de 5 000 espèces existantes[14],[15].

Phylogénie

Externe

Les pucerons, les pucerons lanigères et les phylloxéras sont très étroitement liés et font tous partie du sous-ordre des Sternorrhyncha, des insectes suceurs de plantes. Ils sont placés soit dans la superfamille des Aphidoidea, soit dans la superfamille des Phylloxeroidea qui contient la famille des Adelgidae et la famille des Phylloxeridae[1],[16]. Comme les pucerons, le phylloxéra se nourrit de racines, de feuilles et de pousses des plants de vigne, mais contrairement aux pucerons, il ne produit pas de miellat ni de sécrétions de cornicules[17]. Le phylloxéra (Daktulosphaira vitifoliae) est l'insecte à l'origine du grand mildiou français qui a dévasté la viticulture européenne au XIXe siècle. De même, les pucerons lanigères se nourrissent également de phloème végétal et partagent l’appellation de « puceron » sans faire partie directement des Aphidoidea, ne possèdant ni cauda ni cornicules[3].

Le traitement des groupes, notamment en ce qui concerne les groupes fossiles, varie grandement en raison des difficultés à résoudre les relations entre ceux-ci. La plupart des traitements modernes comprennent les trois superfamilles, les Adelogidea, les Aphidoidea et les Phylloxeroidea dans l'infra-ordre des Aphidomorpha aux côtés de plusieurs groupes fossiles, mais d'autres interprétations ont les Aphidomorpha contenant les Aphidoidea avec les familles Aphididae, Phylloxeridae et Adelgidae ; ou encore les Aphidomorpha avec deux super-familles, Aphidoidea et Phylloxeroidea, cette dernière contenant les Phylloxeridae et les Adelgidae[18]. L'arbre phylogénétique du Sternorrhyncha est déduit de l'analyse de l'ARN ribosomique de la petite sous-unité (18S)[19].

Sternorrhyncha

Psylloidea (psyllidaeetc.)




Aleyrodoidea (mouche blanche)




Coccoidea (cochenilles)


Aphidomorpha

Phylloxeroidea

Phylloxeridae (phylloxéraetc.)



Adelgidae (Adelgesetc.)



Aphidoidea

Aphididae (puceron)








Interne

L'arbre phylogénétique, basé sur les travaux de Vassilis Papasotiropoulos en 2013 et Hyojoong Kim en 2011, avec des ajouts tirés de Benjamín Ortiz-Rivas et David Martinez-Torres en 2009, montre la phylogénie interne des Aphididae[20],[21],[22].

Il a été suggéré que la phylogénie des groupes de pucerons pourrait être révélée en examinant la phylogénie de leurs endosymbiotes bactériens, en particulier l'endosymbiote obligatoire Buchnera aphidicola. Les résultats dépendent de l'hypothèse que les symbiotes sont strictement transmis verticalement à travers les générations. Cette hypothèse est bien étayée par des preuves, et plusieurs relations phylogénétiques ont été suggérées sur la base d'études sur les endosymbiontes[23],[24],[25].

Aphididae

Lachninae




Hormaphidinae




Calaphidinae




Chaitophorinae




Eriosomatinae (pucerons lanigères)



Anoeciinae





Capitophorus, Pterocomma


Aphidinae

Macrosiphini


Aphidini

Rhopalosiphina



Aphidina (Aphis, par exemple le puceron noir de la fève)









Bioécologie

Distribution

Les pucerons sont répartis dans le monde entier, mais sont plus fréquents dans les zones tempérées. Contrairement à de nombreux taxons, la diversité des espèces de pucerons est beaucoup plus faible sous les tropiques que dans les zones tempérées[14]. Ils peuvent migrer sur de grandes distances, principalement par dispersion passive grâce aux vents. Les pucerons ailés peuvent également s'élever dans la journée jusqu'à 600 mètres, où ils sont transportés par des vents forts[26],[27] Par exemple, le puceron de la laitue, Nasonovia ribisnigri, se serait propagé de la Nouvelle-Zélande à la Tasmanie vers 2004 par des vents d'est[28]. Les pucerons sont également disséminés par le transport humain de matériel végétal infesté, rendant certaines espèces presque cosmopolites dans leur distribution[29].

Cycle de vie

Cycle de vie du puceron du soja (Aphis glycines). Il change d'hôte selon les saisons et alterne entre reproduction asexuée et sexuée[30].

Pour un puceron, la stratégie de reproduction la plus simple consiste à avoir une seule plante hôte toute l'année. Dès lors, il peut alterner entre les générations sexuées et asexuées ; on parle alors de cycle holocyclique. Alternativement, tous les jeunes peuvent être produits par parthénogenèse, les œufs n'étant jamais pondus ; c'est alors un cycle anholocyclique. Certaines espèces peuvent avoir des populations à la fois holocycliques et anholocycliques dépendamment des circonstances, mais aucune espèce de puceron connue ne se reproduit uniquement par voie sexuelle[31]. L'alternance entre générations sexuées et asexuées peut avoir évolué de manière répétée[32].

Cependant, la reproduction des pucerons est souvent plus complexe que cela et implique une migration entre différentes plantes hôtes. Dans environ 10 % des espèces, il y a une alternance entre plantes hôtes ligneuses (primaires) sur lesquelles les pucerons passent l'hiver et les plantes hôtes herbacées (secondaires), où ils se reproduisent abondamment en été[3],[31]. Quelques espèces peuvent produire une caste de soldats, d'autres espèces présentent un polyphénisme étendu dans différentes conditions environnementales et certaines peuvent contrôler le rapport des sexes de leur progéniture en fonction de facteurs externes[33].

Lorsqu'une stratégie de reproduction sophistiquée typique est utilisée, seules les femelles sont présentes dans la population au début du cycle saisonnier (bien qu'il ait été constaté que quelques espèces de pucerons ont à ce moment là des mâles et des femelles). Les œufs qui passent l'hiver et qui éclosent au printemps donnent naissance à des femelles, appelées fondatrices (mères souches). La reproduction n'implique généralement pas de mâles (parthénogenèse) et aboutit à une naissance vivante (viviparité)[34]. Les jeunes sont produits par viviparité pseudo-placentaire, qui est le développement d'œufs, déficients en jaune, les embryons étant nourris par un tissu agissant comme placenta. Les jeunes sortent de la mère peu après l'éclosion[35].

Les œufs sont produits par parthénogénétique sans méiose et les descendants sont clonés par rapport à leur mère, ils sont donc tous de sexe féminin (thélytoquie)[36],[34],[1],[35] Les embryons se développent dans les ovarioles des mères, qui donnent ensuite naissance à des nymphes femelles vivantes déjà écloses de premier stade. Comme les ovules commencent à se développer immédiatement après l'ovulation, une femelle adulte peut héberger des nymphes femelles en développement qui ont déjà en elles des embryons à développement parthénogénétique (c'est-à-dire qu'elles naissent enceintes). Ce télescopage générationnel permet aux pucerons d'augmenter leur nombre avec une grande rapidité. La progéniture ressemble à son parent en tout point sauf en taille. Ainsi, l'alimentation d'une femelle peut affecter la taille et le taux de natalité de plus de deux générations (filles et petites-filles)[1],[37],[38].

Puceron ailé.

Ce processus se répète tout au long de l'été, produisant plusieurs générations qui vivent généralement de 20 à 40 jours. Par exemple, certaines espèces de pucerons du chou (comme le Brevicoryne brassicae) peuvent produire jusqu'à 41 générations de femelles en une saison. Ainsi, une femelle qui éclot au printemps peut théoriquement produire des milliards de descendants, si tous les pucerons survivent[39].

En automne, les pucerons se reproduisent sexuellement et pondent des œufs. Des facteurs environnementaux tels que le changement de photopériode et de température, ou peut-être une quantité ou une qualité de nourriture inférieure, font que les femelles produisent par parthénogénétique des femelles et des mâles sexuels. Les mâles sont génétiquement identiques à leur mère, sauf que, grâce au système XX/X0 de détermination sexuelle des pucerons, ils ont un chromosome sexuel de moins[36]. Ces pucerons sexuels peuvent avoir des ailes ou même de pièces buccales manquantes[3]. Les femelles et les mâles s'accouplent, et les femelles pondent des œufs qui se développent en dehors de la mère. Les œufs survivent à l'hiver et éclosent au printemps suivant pour donner des femelles ailées (alaires) ou dépourvues d'ailes. Cela se produit, par exemple, dans le cycle de vie du puceron vert du rosier (Macrosiphum rosae), qui peut être considéré comme typique à cette famille. Cependant, dans les environnements chauds, comme sous les tropiques ou dans une serre, les pucerons peuvent continuer à se reproduire de manière asexuée pendant de nombreuses années[2].

Puceron donnant naissance à un jeune vivant. Les populations sont souvent entièrement féminines.
Les étapes de la vie du puceron vert du pommier (Aphis pomi).
  • A : Femelle adulte sexuée
  • B : Mâle adulte
  • C : Jeune femelle
  • D : Femelle pondant un œuf
  • E : Œufs[note 1]
Dessin de Robert Evans Snodgrass.

Les pucerons qui se reproduisent asexuellement par parthénogenèse peuvent avoir une progéniture femelle ailée et non ailée génétiquement identique. Le contrôle est complexe ; certains pucerons alternent au cours de leur cycle de vie entre le contrôle génétique (Polymorphisme) et le contrôle environnemental (polyphénisme) de la production de formes ailées ou non ailées[40]. La progéniture ailée a tendance à être produite plus abondamment dans des conditions défavorables ou stressantes. Certaines espèces produisent une progéniture ailée en réponse à une faible qualité ou quantité de nourriture, par exemple lorsqu'une plante hôte commence à sénescer[41]. Les femelles ailées migrent pour commencer de nouvelles colonies sur une nouvelle plante hôte. Par exemple, le puceron vert du pommier (Aphis pomi), après avoir produit de nombreuses générations de femelles sans ailes, donne naissance à des formes ailées qui volent vers d'autres branches ou arbres de sa plante hôte typique[42]. Les pucerons qui sont attaqués par des coccinelles, des névroptères, des guêpes parasitoïdes ou d'autres prédateurs peuvent modifier la dynamique de la production de leur progéniture. Lorsque les pucerons sont attaqués par ces prédateurs, des phéromones d'alarme, en particulier le bêta-farnesène, sont libérées des cornicules. Ces phéromones provoquent plusieurs modifications du comportement qui, selon l'espèce de puceron, peuvent inclure la fuite et la chute de la plante hôte ou inciter les pucerons à produire une progéniture ailée qui peut quitter la plante hôte à la recherche d'un site d'alimentation plus sûr[43]. Les infections virales, qui peuvent être extrêmement nocives pour les pucerons, peuvent également conduire à la production d'une progéniture ailée[44]. Par exemple, l'infection par ambidensovirus a un impact négatif sur la reproduction du puceron cendré du pommier (Dysaphis plantaginea), mais contribue au développement de pucerons ailés, qui peuvent transmettre le virus plus facilement à de nouvelles plantes hôtes[45]. De plus, les bactéries symbiotiques qui vivent à l'intérieur des pucerons peuvent également modifier les stratégies de reproduction des pucerons en fonction de l'exposition aux facteurs de stress environnementaux[46].

À l'automne, les espèces de pucerons qui changent d'hôte (hétéroécique) produisent une génération ailée spéciale qui vole vers différentes plantes hôtes pour la partie sexuelle de leur cycle de vie. Des formes sexuées mâles et femelles non volantes sont produites et pondent des œufs[47]. Certaines espèces comme le puceron noir de la fève (Aphis fabae), grand puceron du blé (Metopolophium dirhodum), puceron vert du pêcher (Myzus persicae) et puceron vert de l'avoine (Rhopalosiphum padi) sont de sérieux parasites. Ils passent l'hiver sur les hôtes primaires tels que des arbres ou des buissons et, en été, ils migrent vers leur hôte secondaire, une plante herbacée, souvent une culture, puis les gynopares reviennent sur l'arbre en automne. Un autre exemple est le puceron du soja (Aphis glycines). À l'approche de l'automne, les plants de soja commencent à sénescérer de bas en haut. Les pucerons sont poussés vers le haut et commencent à produire des formes ailées, d'abord des femelles et ensuite des mâles, qui s'envolent vers l'hôte principal, le nerprun (Rhamnus). Là, ils s'accouplent et passent l'hiver sous forme d’œufs[30].

Régime alimentaire

De nombreuses espèces de pucerons sont monophages (c'est-à-dire qu'elles se nourrissent d'une seule espèce de plante). D'autres, comme le puceron vert du pêcher, se nourrissent de centaines d'espèces de plantes appartenant à de nombreuses familles. Environ 10 % des espèces se nourrissent de différentes plantes à différentes périodes de l'année[48].

Une nouvelle plante hôte est choisie par un adulte ailé à l'aide de repères visuels, puis par olfaction à l'aide de ses antennes ; si la plante sent bon, l'action suivante consiste à sonder la surface à l'atterrissage. Le stylet est inséré et de la salive est sécrétée. La sève est prélevée, le xylème peut être goûté et enfin le phloème est testé. La salive de puceron peut inhiber les mécanismes de scellage du phloème et possède des pectinases qui facilitent la pénétration[49]. Les plantes inaptes à être hôtes peuvent être rejetées à n'importe quel stade de la sonde, mais le transfert des virus se produit très tôt dans le processus d'investigation, au moment de l'introduction de la salive, de sorte que les plantes non-hôtes peuvent être infectées[48].

Les pucerons se nourrissent généralement de manière passive de la sève des vaisseaux du phloème des plantes, comme le font de nombreux autres hémiptères tels que les cochenilles et les cigales. Une fois qu'un vaisseau de phloème est perforé, la sève, qui est sous pression, est forcée dans le canal alimentaire du puceron. De temps en temps, les pucerons ingèrent également la sève du xylème, qui est un régime plus dilué que la sève du phloème car les concentrations de sucres et d'acides aminés sont de 1 % de celles du phloème[50],[51]. La sève du xylème est sous pression hydrostatique négative et nécessite une succion active, ce qui suggère un rôle important dans la physiologie du puceron[52]. Comme l'ingestion de sève de xylème a été observée après une période de déshydratation, on pense que les pucerons la consomment pour reconstituer leur équilibre en eau ; la consommation de la sève diluée du xylème permettant aux pucerons de se réhydrater[53]. Cependant, des données récentes ont montré que les pucerons consomment plus de sève de xylème que prévu et qu'ils le font notamment lorsqu'ils ne sont pas déshydratés et que leur fécondité diminue. Cela suggère que les pucerons, et potentiellement toutes les espèces de l'ordre des hémiptères qui se nourrissent de sève de phloème, consomment de la sève de xylème pour des raisons autres que la reconstitution de l'équilibre hydrique[54]. Bien que les pucerons absorbent passivement la sève de phloème, qui est sous pression, ils peuvent également aspirer du liquide à une pression négative ou atmosphérique en utilisant le mécanisme de pompe cibarienne et pharyngée présent dans leur tête[55].

Des pucerons suçant la sève d'une plante.

La consommation de sève du xylème peut être liée à l'osmorégulation. Une pression osmotique élevée dans l'estomac, causée par une forte concentration de saccharose, peut entraîner un transfert d'eau de l'hémolymphe vers l'estomac, ce qui entraîne un stress hyperosmotique et finalement la mort de l'insecte. Les pucerons évitent ce sort en effectuant une osmorégulation par le biais de plusieurs processus. La concentration de saccharose est directement réduite en assimilant le saccharose vers le métabolisme et en synthétisant des oligosaccharides à partir de plusieurs molécules de saccharose, réduisant ainsi la concentration de soluté et par conséquent la pression osmotique[56],[57]. Les oligosaccharides sont ensuite excrétés par le miellat, ce qui explique sa forte concentration en sucre, qui peut ensuite être utilisé par d'autres animaux comme les fourmis. De plus, l'eau est transférée de l'intestin postérieur, où la pression osmotique a déjà été réduite, à l'estomac pour diluer le contenu de l'estomac[58]. Tous ces processus fonctionnent en synergie et permettent aux pucerons de se nourrir de sève végétale à forte concentration en saccharose, ainsi que de s'adapter aux différentes concentrations de saccharose[54].

La sève végétale est un régime alimentaire déséquilibré pour les pucerons, car elle manque d'acides aminés essentiels, que les pucerons, comme tous les animaux, ne peuvent pas synthétiser, et possède une pression osmotique élevée en raison de sa forte concentration en saccharose[51],[59]. Les acides aminés essentiels sont fournis aux pucerons par des endosymbiotes bactériens, hébergés dans des cellules spéciales, les bactériocytes[60]. Ces symbiontes recyclent le glutamate, un déchet métabolique de leur hôte, en acides aminés essentiels[61],[62].

Socialité

Certains pucerons présentent certains traits de l'eusocialité, rejoignant des insectes tels que les fourmis, les abeilles et les termites. Cependant, il existe des différences entre ces insectes sociaux sexuels et les pucerons clonaux, qui descendent tous d'une seule femelle parthénogénétiquement et partagent un génome identique. Une cinquantaine d'espèces de pucerons, réparties dans les familles parentes Pemphigidae et Hormaphididae, tous deux des espèces qui alternent entre leurs plantes hôtes, ont une forme défensive. Il s'agit d'espèces créatrices de galle, la colonie vivant et se nourrissant à l'intérieur d'une galle qu'elle forme dans les tissus de l'hôte. Au sein de la population clonale de ces pucerons, il peut y avoir un certain nombre de morphologies distinctes, ce qui pose les bases d'une éventuelle spécialisation des individus ; dans ce cas une caste défensive. La morphologie des soldats est principalement des premier et deuxième stades, le troisième stade étant impliqué pour les espèces Eriosoma moriokense, les seuls soldats adultes connus étant de l'espèce Smythurodes betae. Les pattes arrière des soldats sont pourvues de griffes, fortement sclérosées et leurs stylets sont robustes, permettant de rompre et d'écraser les petits prédateurs[63]. Les soldats larvaires sont des individus altruistes, incapables d'avancer vers les adultes reproducteurs mais agissant en permanence dans l'intérêt de la colonie. Une autre exigence pour le développement de la socialité est fournie par la galle, qui représente une maison coloniale à défendre des prédateurs[64].

Les soldats de colonies de pucerons de galle s'occupent également de nettoyer la colonie. Le miellat sécrété par les pucerons est enrobé dans une cire en poudre pour former des « billes liquides » que les soldats font rouler hors de la galle par de petits orifices[65],[66]. Les pucerons qui forment des galles fermées utilisent le système vasculaire de la plante comme plomberie : les surfaces intérieures des galles sont très absorbantes et les déchets sont absorbés et emportés par la plante[65].

Interactions biologiques

Mutualisme avec les fourmis

Fourmi extrayant du miellat d'un puceron.

Certaines espèces de fourmis élèvent des pucerons, les protégeant sur les plantes où ils se nourrissent, et consommant le miellat que les pucerons libèrent à l'extrémité de leurs canaux alimentaires. Il s'agit d'une relation mutualiste, les fourmis trayant les pucerons en les caressant avec leurs antennes[note 2],[67]. Bien que mutualiste, le comportement alimentaire des pucerons est modifié par la présence des fourmis. Les pucerons fréquentés par les fourmis ont tendance à augmenter la production de miellat en petites gouttes avec une plus grande concentration d'acides aminés[68].

Certaines espèces de fourmis recueillent et stockent les œufs de pucerons dans leurs nids pendant l'hiver. Au printemps, les fourmis ramènent les pucerons nouvellement éclos aux plantes. Certaines espèces de fourmis laitières, comme la fourmi jaune (Lasius flavus), gèrent de grands troupeaux de pucerons qui se nourrissent des racines des plantes de la colonie de fourmis[69]. Les reines qui partent pour fonder une nouvelle colonie prennent un œuf de puceron pour fonder un nouveau troupeau de pucerons souterrains dans la nouvelle colonie. Ces fourmis d'élevage protègent les pucerons en luttant contre les prédateurs de pucerons[67].

Une fourmi gardant des pucerons.

Une variation intéressante dans les relations entre les fourmis et les pucerons concerne les papillons lycénidés et les fourmis Myrmica. Par exemple, les papillons Niphanda fusca pondent des œufs sur des plantes où des fourmis s'occupent de troupeaux de pucerons, puis ces œufs éclosent sous forme de chenilles. Celles-ci se nourrissent alors des pucerons, les fourmis ne défendant pas leurs élevages car les chenilles produisent une phéromone qui les trompe. Enfin, pensant que les chenilles sont des fourmis, ces dernières les transportent dans leur nid. Une fois sur place, les fourmis nourrissent les chenilles qui, en retour, produisent du miellat pour les fourmis. Lorsque les chenilles atteignent leur taille maximale, elles rampent jusqu'à l'entrée de la colonie et forment un cocon. Au bout de deux semaines, les papillons adultes émergent et prennent leur envol. À ce stade, les fourmis agressent les papillons, mais ces derniers ont sur les ailes une substance collante ressemblant à de la laine qui désactive les mâchoires des fourmis, ce qui permet aux papillons de s'envoler sans être blessés[70]. Certaines abeilles qui vivent dans des forêts de conifères collectent le miellat des pucerons pour en faire du miel de forêt[2].

Un puceron imitant la fourmi, le Paracletus cimiciformis, a développé une stratégie complexe impliquant deux morphes et des fourmis Tetramorium. Les pucerons à forme ronde sont cultivés par les fourmis, comme c'est le cas pour de nombreux autres pucerons. Les pucerons à morphologie plate sont des imitateurs agressifs avec une stratégie de « loup déguisé en mouton » : ils ont des hydrocarbures dans leur cuticule qui imitent ceux des fourmis. Les confondants avec des larves, les fourmis les transportent dans la chambre à couvain du nid de fourmis et les élèvent comme des larves de fourmis. Une fois sur place, les pucerons à morphologie plate se comportent comme des prédateurs, buvant les fluides corporels des larves de fourmis[71].

Prédateurs

Les pucerons sont mangés par de nombreux oiseaux et insectes. Dans une étude réalisée dans une ferme de Caroline du Nord, six espèces de passereaux ont consommé à elles seules près d'un million de pucerons par jour, les principaux prédateurs étant le chardonneret jaune (Spinus tristis), dont les pucerons constituent 83 % de l'alimentation, et le bruant vespéral (Pooecetes gramineus). Les insectes qui s'attaquent aux pucerons comprennent les adultes et les larves de coccinelles, les larves de Syrphidae, les guêpes parasitoïdes, les larves de cécidomyie du puceron (Aphidoletes aphidimyza), les larves de Chrysopidae, et les arachnides comme les araignées-crabes. Parmi les coccinelles, Myzia oblongoguttata, qui est spécialisée, se nourrit uniquement de pucerons des conifères, tandis que la coccinelle à deux points (Adalia bipunctata) et la coccinelle à sept points (Coccinella septempunctata) sont généralisées et se nourrissent d'un grand nombre d'espèces. Les coccinelles pondent leurs œufs par lots, chaque femelle en pondant plusieurs centaines. Les Syrphidae femelles pondent plusieurs milliers d'œufs. Les adultes se nourrissent de pollen et de nectar, mais les larves se nourrissent voracement de pucerons ; le syrphe des corolles (Eupeodes corollae) adapte le nombre d'œufs pondus à la taille de la colonie de pucerons[72].

Les pucerons sont souvent infectés par des bactéries, des virus et des champignons. Ils sont affectés par les conditions météorologiques, telles que les précipitations, la température et le vent[73],[74],[75]. Parmi les champignons qui s'attaquent aux pucerons se trouvent Neozygites fresenii, Entomophthora, Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae et des champignons entomopathogènes tels que Lecanicillium lecanii. Lorsqu'un puceron frôle les spores microscopiques du champignon, celles-ci collent au puceron, germent et pénètrent dans sa peau. Le champignon se développe dans l'hémolymphe du puceron. Au bout de trois jours environ, le puceron meurt et le champignon libère d'autres spores dans l'air. Les pucerons infectés sont recouverts d'une masse laineuse qui s'épaissit progressivement jusqu'à ce que le puceron soit caché. Souvent, le champignon visible n'est pas celui qui a tué le puceron, mais une infection secondaire[73].

Les pucerons peuvent être facilement tués par des conditions météorologiques défavorables, comme les gels printaniers tardifs[76]. Une chaleur excessive tue les bactéries symbiotiques dont dépendent certains pucerons, ce qui les rend stériles[77]. La pluie empêche les pucerons ailés de se disperser et les fait tomber des plantes, les tuant ainsi sous l'impact ou par famine[73],[78],[79]. Ce n'est cependant pas une méthode efficace pour se débarasser de pucerons[80].

Protection contre les prédateurs

Coccinelle mangeant des pucerons

Selon une étude publiée mi-2007[81], le puceron du chou Brevicoryne brassicae dispose d'un système de défense chimique qui exploite et imite celui de sa plante-hôte. La larve de ce puceron absorbe et stocke dans son hémolymphe certains métabolites protéiques (glucosinolates), qui protègent le chou de ses prédateurs, et — comme le fait le chou — ce puceron produit une myrosinase (glucohydrolase de β-sulfoglucoside) qui catalyse l'hydrolyse des glucosinolates, synthétisant ainsi des produits biologiquement actifs. L'étude montre que les larves de coccinelles (Adalia bipunctata) nourries avec les larves de pucerons de cette espèce ont un faible taux de survie, alors qu'il est bon si elles consomment ce puceron adulte et ailé. La forme ailée ne stocke presque plus de glucosinolates (sinigrine notamment) et en excrète même (dans le miellat). Ce sont bien les glucosinolates qui sont en jeu, car des larves de pucerons élevées avec un régime sans glucosinolate, sont consommées sans effet négatif par les larves de coccinelles (que les pucerons soient au stade ailé ou non), alors que les formes ailées nourries avec un régime à 1 % de sinigrine tuaient les larves de coccinelles qui les mangeaient. Les pucerons ailés sont donc plus vulnérables à leur prédateur, mais le vol pourrait compenser cette carence par d'autres avantages (aptitude à échapper aux prédateurs et à coloniser de nouveaux milieux). Il pourrait s'agir d'un phénomène de coévolution et de convergence évolutive.

Défense des hôtes contre les pucerons

La sélection naturelle, au cours de l'évolution (coévolution en l'occurrence) a doté certaines plantes de mécanismes sophistiqués de défense contre les pucerons ou contre certaines espèces de pucerons.

L'une des stratégies les plus communes est de produire des substances repoussant les pucerons et/ou d'attirer les prédateurs du puceron (coccinelles et leurs larves, larves de syrphes). Ainsi une publication de 2010 a récemment montré que l'orchidée Epipactis veratrifolia émet une hormone qui est la même que celle émise par les pucerons stressés ou attaqués. Elle attire ainsi des syrphes (mouches) sensibles à ces hormones qui pondent sur l'orchidée et fécondent la plante au passage, en diffusant son pollen. Dans ce dernier cas, l'association ne semble pas profiter aux syrphes, car les larves qui naissent sur la plante meurent en raison du fait que ces hormones éloignent aussi les pucerons que ces larves doivent manger pour vivre[82].

Les stratégies consistant à attirer un des prédateurs du puceron sont plutôt rares.

Induction de galles

Cette galle a été ouverte transversalement, on observe à l'intérieur les amas de points blancs qui correspondent aux aphides.

Certains aphides sont capables d'induire la production de galles sur des plantes hôtes. C'est le cas de la galle cornue produite par l'aphide Baizongia pistaciae sur le Pistachier térébinthe [83].

Endosymbiose bactérienne

L'endosymbiose avec des micro-organismes est courante chez les insectes ; plus de 10 % des espèces d'insectes dépendant de bactéries intracellulaires pour leur développement et leur survie[84]. Les pucerons hébergent une symbiose obligatoire transmise verticalement (du parent à sa progéniture) avec Buchnera aphidicola, le symbiote primaire, à l'intérieur de cellules spécialisées, les bactériocytes[85]. Cinq des gènes de la bactérie ont été transférés au puceron[86]. On estime que l'association initiale a pu se produire chez un ancêtre commun il y a 160 à 280 millions d'années et a permis aux pucerons d'exploiter une nouvelle niche écologique en se nourrissant de phloème de plantes vasculaires. Buchnera aphidicola fournit à son hôte des acides aminés essentiels, qui sont présents en faible concentration dans la sève des plantes. Les métabolites des endosymbiontes sont également excrétés dans le miellat[87]. Les conditions intracellulaires stables, ainsi que l’effet de goulot d'étranglement ressenti lors de la transmission de quelques bactéries de la mère à chaque nymphe, augmentent la probabilité de transmission de mutations et de délétions de gènes[88],[89]. En conséquence, la taille du génome de Buchnera aphidicola est fortement réduite par rapport à son ancêtre supposé[90]. Malgré la perte apparente de facteurs de transcription dans le génome réduit, l'expression génétique est fortement régulée, comme le montre la variation décuplée des niveaux d'expression entre les différents gènes dans des conditions normales[91]. On pense que la transcription du gène de Buchnera aphidicola, bien que mal comprise, est régulée par un petit nombre de régulateurs de transcription globaux et/ou par les apports en nutriments de l'hôte du puceron[92].

Certaines colonies de pucerons abritent également des symbiotes bactériens secondaires ou facultatifs. Ceux-ci sont transmis verticalement, et parfois aussi horizontalement (d'une lignée à une autre et éventuellement d'une espèce à une autre)[93],[94]. Jusqu'à présent, seul le rôle de certains des symbiotes secondaires a été décrit ; Regiella insecticola joue un rôle dans la définition de la gamme de plantes hôtes[95],[96], Hamiltonella defensa fournit une résistance aux parasitoïdes mais seulement lorsqu'elle est à son tour infectée par le bactériophage APSE[97],[98], et Serratia symbiotica prévient les effets délétères de la chaleur[99].

Interaction avec l'humain

Statut de parasite

Environ 5 000 espèces de pucerons ont été décrites et parmi celles-ci, quelques 450 espèces ont colonisé des cultures vivrières et fibreuses. En se nourrissant directement de la sève des plantes, ils endommagent les cultures et réduisent les rendements, mais ils ont un impact plus important en tant que vecteurs de virus végétaux. La transmission de ces virus dépend des mouvements des pucerons entre les différentes parties d'une plante, entre les plantes voisines et plus loin. À cet égard, le comportement de sondage d'un puceron qui goûte un hôte est plus dommageable que l'alimentation du puceron sur le long terme et la reproduction par des individus qui restent sur place. Les mouvements de pucerons influent sur le rythme des épidémies de virus[100].

On sait que les pucerons, en particulier lors de grandes épidémies, déclenchent des réactions allergiques par inhalation chez les humains sensibles[101].

La dispersion peut se faire par la marche ou le vol, par appétit ou par migration. Les pucerons ailés sont de faibles voleurs ; ils perdent leurs ailes après quelques jours et ne volent que durant la journée. La dispersion par le vol est affectée par la gravité du vent, les courants d'air, les précipitations et d'autres facteurs. La dispersion peut être accidentelle, causée par le mouvement de matières végétales, d'animaux, de machines agricoles, de véhicules ou d'avions[100].

Contrôle

La lutte insecticide contre les pucerons est difficile, car ils se reproduisent rapidement, de sorte que même de petites zones manquées peuvent permettre à la population de se rétablir rapidement. Les pucerons peuvent occuper la face inférieure des feuilles là, où la pulvérisation ne les atteint pas, tandis que les traitements systémiques ne se déplacent pas de manière satisfaisante dans les pétales des fleurs. Enfin, certaines espèces de pucerons sont résistantes à des classes d'insecticides courantes, notamment les carbamates, les organophosphates et les pyréthrinoïdes[102].

Pour les petites infestations de jardin, une pulvérisation complète des plantes avec un jet d'eau puissant tous les quelques jours peut être une protection suffisante. Une solution de savon insecticide, tel que du savon noir, peut être un remède domestique efficace pour lutter contre les pucerons, mais elle ne les tue qu'au contact et n'a pas d'effet résiduel. La pulvérisation de savon peut endommager les plantes, surtout à des concentrations élevées ou à des températures supérieures à 32 °C ; certaines espèces de plantes sont sensibles aux pulvérisations de savon[103],[104],[105].

Les populations de pucerons peuvent être tuées à l'aide de pièges Moericke. Ce sont des récipients jaunes avec de l'eau qui attirent les pucerons[106]. Les pucerons réagissent positivement au vert et leur attirance pour le jaune peut ne pas être une véritable préférence de couleur mais être liée à la luminosité. Leurs récepteurs visuels ont une sensibilité maximale de 440 à 480 nanomètres et sont insensibles dans la région rouge. Volker Moericke a découvert que les pucerons évitaient de se poser sur les revêtements blancs et étaient encore plus repoussés par les surfaces brillantes en aluminium[107]. La lutte intégrée contre les diverses espèces de pucerons peut être réalisée à l'aide d'insecticides biologiques à base de champignons tels que Lecanicillium lecanii, Beauveria bassiana ou Cordyceps fumosorosea[108]. Les champignons sont les principaux agents pathogènes des pucerons ; les entomophthorales peuvent rapidement réduire le nombre de pucerons[109].

Les pucerons peuvent également être contrôlés par le lâcher d'ennemis naturels, en particulier des coccinelles et des guêpes parasitoïdes. Toutefois, comme les coccinelles adultes ont tendance à s'envoler dans les 48 heures suivant le lâcher, sans pondre d'œufs, des applications répétées d'un grand nombre de coccinelles sont nécessaires pour être efficaces[103],[110].

Dans la culture

Les pucerons sont familiers aux agriculteurs et aux jardiniers, principalement en tant que parasites. En , le naturaliste et ornithologue britannique Gilbert White a décrit une « armée » envahissante de pucerons noirs qui est arrivée dans son village de Selborne, en East Hampshire, dans de « grands nuages », couvrant chaque plante, tandis que pendant l'été exceptionnellement chaud de 1783, White rapporte que le miellat était si abondant qu'il « défigurait et détruisait les beautés de [s]on jardin », bien qu'il ait pensé que les pucerons le consommaient plutôt que de le produire[111].

L'infestation du sumac chinois (Rhus chinensis) par les pucerons du sumac chinois (Schlechtendalia chinensis) peut créer des « galles chinoises » qui sont valorisées comme un produit commercial. Sous le nom de Galla Chinensis, elles sont utilisées dans la médecine traditionnelle chinoise pour traiter la toux, la diarrhée, les sueurs nocturnes, la dysenterie et pour arrêter les saignements intestinaux et utérins. Les galles chinoises sont également une source importante de tanins[2].

Les pucerons sont comestibles pour l'homme[112].

Liste des familles

Selon Species File (29 octobre 2016)[113] :

D'autres sources comme Adelgidae Species File (29 octobre 2016)[113] donnent d'autres familles, comme les Eriosomatidae et Phylloxeridae.

Colonie de pucerons.
Puceron conservé dans un bloc d'ambre de la Baltique.

Voir aussi

Articles connexes

Liens externes

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Notes et références

Notes

  1. Les œufs du puceron vert du pommier passent du vert au noir après avoir été pondus.
  2. Les fourmis traient également les cochenilles farineuses et d'autres insectes.

Références

  1. a b c d e et f (en) Dixon, A. F. G., Aphid Ecology, 2nd, (ISBN 978-0-412-74180-7, lire en ligne)
  2. a b c d et e (en) Stroyan, Henry G., Aphid, 8th, (ISBN 978-0-07-911504-1)
  3. a b c d et e (en) McGavin, George C., Bugs of the World, Infobase Publishing, (ISBN 978-0-8160-2737-8)
  4. (en) Mutti, Navdeep S., Molecular Studies of the Salivary Glands of the Pea Aphid, Acyrthosiphon pisum (Harris), Université d'État du Kansas, (lire en ligne)
  5. (en) J. Szwedo et A. Nel, « The oldest aphid insect from the Middle Triassic of the Vosges, France », Acta Palaeontologica Polonica, vol. 56, no 4,‎ , p. 757–766 (DOI 10.4202/app.2010.0034)
  6. a et b (en) Capinera, John L., Encyclopedia of Entomology, Springer Science & Business Media, , 193–194 p. (ISBN 978-1-4020-6242-1, lire en ligne)
  7. (en) Johnson, Christine, Agosti, Donat, Delabie, Jocques H., Dumpert, Klaus, Williams, D. J., von Tschirnhaus, Michael et Macshwitz, Ulrich, « Acropyga and Azteca ants (Hymenoptera: Formicidae) with scale insects (Sternorrhyncha: Coccoidea): 20 million years of intimate symbiosis », American Museum Novitates, vol. 3335,‎ , p. 1–18 (DOI 10.1206/0003-0082(2001)335<0001:AAAAHF>2.0.CO;2, lire en ligne)
  8. (en) Russell, Louise M., « Studies on Fossil Aphids », Bulletin of the Entomological Society of America, vol. 14, no 2,‎ , p. 139–140 (DOI 10.1093/besa/14.2.139a, lire en ligne)
  9. (en) Carol D. Von Dohlen et Nancy A. Moran, « Molecular data support a rapid radiation of aphids in the Cretaceous and multiple origins of host alternation », Biological Journal of the Linnean Society, vol. 71, no 4,‎ , p. 689–717 (DOI 10.1111/j.1095-8312.2000.tb01286.x)
  10. (en) Rui Chen, Colin Favret, Liyun Jiang, Zhe Wang et Gexia Qiao, « An aphid lineage maintains a bark-feeding niche while switching to and diversifying on conifers », Cladistics, vol. 32, no 5,‎ , p. 555–572 (DOI 10.1111/cla.12141)
  11. (en) Gullan, Penny J. et Martin, Jon H., Sternorrhyncha, 2nd, (lire en ligne)
  12. (en) Fundamentals of Paleontology. Volume 9. Arthropoda, Tracheata, Chelicerata, Smithsonian Institution et National Science Foundation, , 267–274 p. (lire en ligne)
  13. (en) Sorensen, J. T. et Cardé, R. T., Encyclopedia of Insects, Academic Press, , 27–31 p., « Aphids »
  14. a et b (en) Dagmara Żyła, Agnieszka Homan et Piotr Wegierek, « Polyphyly of the extinct family Oviparosiphidae and its implications for inferring aphid evolution (Hemiptera, Sternorrhyncha) », PLOS One, vol. 12, no 4,‎ , e0174791 (PMID 28445493, PMCID 5405925, DOI 10.1371/journal.pone.0174791, Bibcode 2017PLoSO..1274791Z)
  15. « Superfamily Aphidoidea, Latreille, 1802 », Aphid: species file (consulté le )
  16. (en) Blackman, R. L. et Eastrop, V. F., Aphids on the World's Trees. An Identification and Information Guide, Wallingford, CAB International, (ISBN 978-0-85198-877-1)
  17. Granett, Jeffrey, Walker, M. Andrew, Kocsis, Laszlo et Omer, Amir D., « Biology and management of grape phylloxera », Annual Review of Entomology, vol. 46,‎ , p. 387–412 (PMID 11112174, DOI 10.1146/annurev.ento.46.1.387)
  18. « infraorder Aphidomorpha: Aphid Species File », sur aphid.speciesfile.org (consulté le )
  19. « Phylogeny of Insects », What-When-How (consulté le )
  20. (en) Papasotiropoulos, Vassilis, Tsiamis, Georgios, Papaioannou, Charikleia et Kilias, George, « A molecular phylogenetic study of aphids (Hemiptera: Aphididae) based on mitochondrial DNA sequence analysis », Journal of Biological Research-Thessaloniki, vol. 20,‎ , p. 1–13 (lire en ligne)
  21. (en) Hyojoong Kim, Seunghwan Lee et Yikweon Jang, « Macroevolutionary Patterns in the Aphidini Aphids (Hemiptera: Aphididae): Diversification, Host Association, and Biogeographic Origins », PLOS One, vol. 6, no 9,‎ , e24749 (PMID 21935453, PMCID 3174202, DOI 10.1371/journal.pone.0024749, Bibcode 2011PLoSO...624749K)
  22. (en) Benjamín Ortiz-Rivas et David Martínez-Torres, « Combination of molecular data support the existence of three main lineages in the phylogeny of aphids (Hemiptera: Aphididae) and the basal position of the subfamily Lachninae », Molecular Phylogenetics and Evolution, vol. 55, no 1,‎ , p. 305–317 (PMID 20004730, DOI 10.1016/j.ympev.2009.12.005)
  23. (en) Marta A Clark, Nancy A. Moran, Paul Baumann et Jennifer J. Wernegreen, « Cospeciation Between Bacterial Endosymbionts (Buchnera) and a Recent Radiation of Aphids (Uroleucon) and Pitfalls of Testing for Phylogenetic Congruence », Evolution, vol. 54, no 2,‎ , p. 517–25 (PMID 10937228, DOI 10.1554/0014-3820(2000)054[0517:CBBEBA]2.0.CO;2)
  24. (en) Eva Nováková, Václav Hypša, Joanne Klein, Robert G Foottit, Carol D. von Dohlen et Nancy A. Moran, « Reconstructing the phylogeny of aphids (Hemiptera: Aphididae) using DNA of the obligate symbiont Buchnera aphidicola », Molecular Phylogenetics and Evolution, vol. 68, no 1,‎ , p. 42–54 (PMID 23542003, DOI 10.1016/j.ympev.2013.03.016, lire en ligne)
  25. (en) Rui Chen, Zhe Wang, Jing Chen, Li-Yun Jiang et Ge-Xia Qiao, « Insect-bacteria parallel evolution in multiple-co-obligate-aphid association: A case in Lachninae (Hemiptera: Aphididae) », Scientific Reports, vol. 7, no 1,‎ , p. 10204 (PMID 28860659, PMCID 5579299, DOI 10.1038/s41598-017-10761-9, Bibcode 2017NatSR...710204C)
  26. R. E. Berry et L. R. Taylor, « High-Altitude Migration of Aphids in Maritime and Continental Climates », Journal of Animal Ecology, vol. 37, no 3,‎ , p. 713–722 (DOI 10.2307/3084, JSTOR 3084)
  27. (en) Scott A. Isard, Michael E. Irwin et Steven E. Hollinger, « Vertical Distribution of Aphids (Homoptera: Aphididae) in the Planetary Boundary Layer », Environmental Entomology, vol. 19, no 5,‎ , p. 1473–1484 (DOI 10.1093/ee/19.5.1473)
  28. (en) Hill, L., « The currant lettuce aphid, Nasonovia ribisnigri arrives in Tasmania: Part 1 », Victorian Entomologist, vol. 42, no 2,‎ , p. 29–31
  29. (en) John T. Margaritopoulos, Louise Kasprowicz, Gaynor L. Malloch et Brian Fenton, « Tracking the global dispersal of a cosmopolitan insect pest, the peach potato aphid », BMC Ecology, vol. 9,‎ , p. 13 (PMID 19432979, PMCID 2687420, DOI 10.1186/1472-6785-9-13)
  30. a et b Wang, C. L., Siang, L. Y., Chang, G. S. et Chu, H. F., « Studies on the soybean aphid, Aphis glycines Matsumura », Acta Entomologica Sinica, vol. 11,‎ , p. 31–44
  31. a et b (en) van Emden, Helmut F. et Harrington, Richard, Aphids as Crop Pests, 2nd Edition, CABI, , 81–82 p. (ISBN 978-1-78064-709-8, lire en ligne)
  32. (en) Carol Von Dohlen et Nancy A. Moran, « Molecular data support a rapid radiation of aphids in the Cretaceous and multiple origins of host alternation », Biological Journal of the Linnean Society, vol. 71, no 4,‎ , p. 689–717 (DOI 10.1006/bijl.2000.0470)
  33. Moran, Nancy A., « The Evolution of Aphid Life Cycles », Annual Review of Entomology, vol. 37,‎ , p. 321–348 (DOI 10.1146/annurev.en.37.010192.001541)
  34. a et b (en) Roger L. Blackman, « Stability and variation in aphid clonal lineages », Biological Journal of the Linnean Society, vol. 11, no 3,‎ , p. 259–277 (DOI 10.1111/j.1095-8312.1979.tb00038.x)
  35. a et b Gullan, P. J. et Cranston, P. S., The Insects: An Outline of Entomology, 4th, , 150–151 p. (ISBN 978-1-118-84615-5)
  36. a et b (en) Dinah F. Hales, Alex C. C. Wilson, Mathew A. Sloane, Jean-Christophe Simon, Jean-François Legallic et Paul Sunnucks, « Lack of Detectable Genetic Recombination on the X Chromosome During the Parthenogenetic Production of Female and Male Aphids », Genetics Research, vol. 79, no 3,‎ , p. 203–209 (PMID 12220127, DOI 10.1017/S0016672302005657)
  37. (en) Nevo, Ettay et Coll, Moshe, « Effect of nitrogen fertilization on Aphis gossypii (Homoptera: Aphididae): variation in size, color, and reproduction », Journal of Economic Entomology, vol. 94, no 1,‎ , p. 27–32 (PMID 11233124, DOI 10.1603/0022-0493-94.1.27)
  38. (en) Jahn, Gary C., Almazan, Liberty P. et Pacia, Jocelyn B., « Effect of nitrogen fertilizer on the intrinsic rate of increase of the rusty plum aphid, Hysteroneura setariae (Thomas) (Homoptera: Aphididae) on rice (Oryza sativa L.) », Environmental Entomology, vol. 34, no 4,‎ , p. 938–943 (DOI 10.1603/0046-225X-34.4.938, lire en ligne [archive du ])
  39. (en) Hughes, R. D., « Population Dynamics of the Cabbage Aphid, Brevicoryne brassicae (L.) », Journal of Animal Ecology, vol. 32, no 3,‎ , p. 393–424 (DOI 10.2307/2600, JSTOR 2600)
  40. (en) Jennifer A. Brisson, « Aphid wing dimorphisms: linking environmental and genetic control of trait variation », Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, vol. 365, no 1540,‎ , p. 605–616 (PMID 20083636, PMCID 2817143, DOI 10.1098/rstb.2009.0255)
  41. (en) Wolfgang W. Weisser, Sharon E. Zytynska et Mohsen Mehrparvar, « Multiple Cues for Winged Morph Production in an Aphid Metacommunity », PLOS One, vol. 8, no 3,‎ , e58323 (ISSN 1932-6203, PMID 23472179, PMCID 3589340, DOI 10.1371/journal.pone.0058323, Bibcode 2013PLoSO...858323M)
  42. (en) A. D. Lees, « The production of the apterous and alate forms in the aphid Megoura viciae Buckton, with special reference to the rôle of crowding », Journal of Insect Physiology, vol. 13, no 2,‎ , p. 289–318 (ISSN 0022-1910, DOI 10.1016/0022-1910(67)90155-2)
  43. (en) Grit Kunert, Susanne Otto, Ursula S. R. Röse, Jonathan Gershenzon et Wolfgang W. Weisser, « Alarm pheromone mediates production of winged dispersal morphs in aphids », Ecology Letters, vol. 8, no 6,‎ , p. 596–603 (ISSN 1461-023X, DOI 10.1111/j.1461-0248.2005.00754.x)
  44. (en) E. V. Ryabov, G. Keane, N. Naish, C. Evered et D. Winstanley, « Densovirus induces winged morphs in asexual clones of the rosy apple aphid, Dysaphis plantaginea », Proceedings of the National Academy of Sciences, vol. 106, no 21,‎ , p. 8465–8470 (ISSN 0027-8424, PMID 19439653, PMCID 2688996, DOI 10.1073/pnas.0901389106, Bibcode 2009PNAS..106.8465R)
  45. (en) Chan, C. K., Aphid-transmitted viruses and their vectors of the world, Research Branch, Agriculture Canada, (ISBN 0662183347, OCLC 872604083, lire en ligne)
  46. (en) Miguel L. Reyes, Alice M. Laughton, Benjamin J. Parker, Hannah Wichmann, Maretta Fan, Daniel Sok, Jan Hrček, Tarik Acevedo et Nicole M. Gerardo, « The influence of symbiotic bacteria on reproductive strategies and wing polyphenism in pea aphids responding to stress », Journal of Animal Ecology, vol. 88, no 4,‎ , p. 601–611 (ISSN 0021-8790, PMID 30629747, PMCID 6453707, DOI 10.1111/1365-2656.12942)
  47. (en) Alford, David V., Pests of Fruit Crops: A Colour Handbook, Second Edition, CRC Press, , 71–72 p. (ISBN 978-1-4822-5421-1, lire en ligne)
  48. a et b (en) van Emden, Helmut F. et Harrington, Richard, Aphids as Crop Pests, CABI, (ISBN 978-1-78064-709-8, lire en ligne), p. 189–190
  49. (en) Glen Powell, Colin R. Tosh et Jim Hardie, « Host plant selection by aphids: Behavioral, Evolutionary, and Applied Perspectives », Annual Review of Entomology, vol. 51, no 1,‎ , p. 309–330 (PMID 16332214, DOI 10.1146/annurev.ento.51.110104.151107)
  50. (en) Spiller, N. J., Koenders, L. et Tjallingii, W. F., « Xylem ingestion by aphids – a strategy for maintaining water balance », Entomologia Experimentalis et Applicata, vol. 55, no 2,‎ , p. 101–104 (DOI 10.1007/BF00352570)
  51. a et b (en) Fisher, D. B. et Gruissem, Wilhelm, Biochemistry and Molecular Biology of Plants, Rockville, Maryland, American Society of Plant Physiologists, , 730–784 (ISBN 978-0-943088-39-6, lire en ligne), « Long distance transport »
  52. (en) Malone, M., Watson, R. et Pritchard, J., « The spittlebug Philaenus spumarius feeds from mature xylem at the full hydraulic tension of the transpiration stream », New Phytologist, vol. 143, no 2,‎ , p. 261–271 (DOI 10.1046/j.1469-8137.1999.00448.x, JSTOR 2588576)
  53. (en) Powell, Glen et Hardie, Jim, « Xylem ingestion by winged aphids », Entomologia Experimentalis et Applicata, vol. 104, no 1,‎ , p. 103–108 (DOI 10.1023/A:1021234412475)
  54. a et b (en) Pompon, Julien, Quiring, Dan, Giordanengo, Philippe et Pelletier, Yvan, « Role of xylem consumption on osmoregulation in Macrosiphum euphorbiae (Thomas) », Journal of Insect Physiology, vol. 56, no 6,‎ , p. 610–615 (PMID 20036244, DOI 10.1016/j.jinsphys.2009.12.009, lire en ligne [archive du ])
  55. (en) Kingsolver, J. G. et Daniel, T. L., Regulatory mechanisms in insect feeding, Springer, , 60–65 p., « Mechanics of Food Handling by Fluid-Feeding Insects »
  56. (en) Ashford, D. A., Smith, W. A. et Douglas, A. E., « Living on a high sugar diet: the fate of sucrose ingested by a phloem-feeding insect, the pea aphid Acyrthosiphon pisum », Journal of Insect Physiology, vol. 46, no 3,‎ , p. 335–341 (PMID 12770238, DOI 10.1016/S0022-1910(99)00186-9)
  57. (en) Wilkinson, T. L., Ashfors, D. A., Pritchard, J. et Douglas, A. E., « Honeydew sugars and osmoregulation in the pea aphid Acyrthosiphon pisum », Journal of Experimental Biology], vol. 200, no 11,‎ , p. 2137–2143 (PMID 9320049, lire en ligne)
  58. (en) Shakesby, A. J., Wallace, I. S., Isaacs, H. V., Pritchard, J., Roberts, D. M. et Douglas, A. E., « A water-specific aquaporin involved in aphid osmoregulation », Insect Biochemistry and Molecular Biology, vol. 39, no 1,‎ , p. 1–10 (PMID 18983920, DOI 10.1016/j.ibmb.2008.08.008)
  59. (en) Dadd, R. H. et Mittler, T. E., « Studies on the artificial feeding of the aphid Myzus persicae (Sulzer) – III. Some major nutritional requirements », Journal of Insect Physiology, vol. 11, no 6,‎ , p. 717–743 (PMID 5827534, DOI 10.1016/0022-1910(65)90154-X)
  60. (en) Buchner, Paul, Endosymbiosis of animals with plant microorganisms, Interscience, (ISBN 978-0-470-11517-6)
  61. (en) Whitehead, L. F. et Douglas, A. E., « A metabolic study of Buchnera, the intracellular bacterial symbionts of the pea aphid Acyrthosiphon pisum », Journal of General Microbiology, vol. 139, no 4,‎ , p. 821–826 (DOI 10.1099/00221287-139-4-821, lire en ligne)
  62. (en) Febvay, Gérard, Liadouze, Isabelle, Guillaud, Josette et Bonnot, Guy, « Analysis of energetic amino acid metabolism in Acyrthosiphon pisum: a multidimensional approach to amino acid metabolism in aphids », Archives of Insect Biochemistry and Physiology, vol. 29, no 1,‎ , p. 45–69 (DOI 10.1002/arch.940290106)
  63. D. L. Stern et W. A. Foster, « The evolution of soldiers in aphids », Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society, vol. 71, no 1,‎ , p. 27–79 (PMID 8603120, DOI 10.1111/j.1469-185X.1996.tb00741.x)
  64. (en) Choe; Jae C. et Crespi, Bernard J., The Evolution of Social Behaviour in Insects and Arachnids, Cambridge University Press, , 150–152 p. (ISBN 978-0-521-58977-2, lire en ligne)
  65. a et b Erreur de référence : Balise <ref> incorrecte : aucun texte n’a été fourni pour les références nommées Kutsukake2012
  66. N. Pike, D. Richard, W. Foster et L. Mahadevan, « How aphids lose their marbles », Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, vol. 269, no 1497,‎ , p. 1211–5 (PMID 12065036, PMCID 1691028, DOI 10.1098/rspb.2002.1999)
  67. a et b (en) Hooper-Bui, Linda M., Ant, (ISBN 978-0-7166-0108-1)
  68. (en) Bernhard Stadler et Anthony F. G. Dixon, « Ecology and Evolution of Aphid-Ant Interactions », Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics, vol. 36, no 1,‎ , p. 345–372 (DOI 10.1146/annurev.ecolsys.36.091704.175531)
  69. (en) Wootton, Anthony, Insects of the World, Blandford Forum, (ISBN 978-0-7137-2366-3, lire en ligne)
  70. (en) John Neary, Insects and Spiders, Time-Life Books, , 78–79 (ISBN 978-0-8094-9687-7, lire en ligne)
  71. (en) Adrián Salazar, Benjamin Fürstenau, Carmen Quero, Nicolás Pérez-Hidalgo, Pau Carazo, Enrique Font et David Martínez-Torres, « Aggressive mimicry coexists with mutualism in an aphid », Proceedings of the National Academy of Sciences, vol. 112, no 4,‎ , p. 1101–1106 (PMID 25583474, PMCID 4313836, DOI 10.1073/pnas.1414061112, Bibcode 2015PNAS..112.1101S)
  72. (en) van Emden, Helmut F. et Harrington, Richard, Aphids as Crop Pests, CABI, , 229–230 p. (ISBN 978-1-78064-709-8, lire en ligne)
  73. a b et c (en) Brust, Gerald E., « Early season aphid and thrips populations » [archive du ], University of Maryland, College Park, (consulté le )
  74. (en) Lamb, K. P., « Some effects of fluctuating temperatures on metabolism, development, and rate of population growth in the cabbage aphid, Brevicoryne brassicae », Ecology, vol. 42, no 4,‎ , p. 740–745 (DOI 10.2307/1933502, JSTOR 1933502)
  75. (en) Jones, Margaret G., « Abundance of aphids on cereals from before 1973 to 1977 », Journal of Applied Ecology, vol. 16, no 1,‎ , p. 1–22 (DOI 10.2307/2402724, JSTOR 2402724)
  76. (en) Krupke, Christian, Obermeyer, John et O'Neil, Robert, « Soybean aphid, a new beginning for 2007 », Pest and Crop, Purdue University, vol. 7,‎ (lire en ligne)
  77. (en) « Why some aphids can't stand the heat », sur Science Daily,
  78. (en) Hughes, R.D., « Population dynamics of the cabbage aphid, Brevicoryne brassicae (L.) », Journal of Animal Ecology, vol. 32, no 3,‎ , p. 393–424 (DOI 10.2307/2600, JSTOR 2600)
  79. (en) Suwanbutr, S., « Stable age distributions of lucerne aphid populations in SE-Tasmania », Thammasat International Journal of Science and Technology, vol. 1, no 5,‎ , p. 38–43 (lire en ligne [archive du ])
  80. (en) Ostlie, Ken, « Spider Mites, Aphids and Rain Complicating Spray Decisions in Soybean » [archive du ], Minnesota Crop eNews, University of Minnesota,
  81. Johannes Stökl, Jennifer Brodmann, Amots Dafni, Manfred Ayasse et Bill S. Hansson, « Smells like aphids: orchid flowers mimic aphid alarm pheromones to attract hoverflies for pollination », Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, vol. 278, no 1709,‎ , p. 1216-1222 (ISSN 0962-8452 et 1471-2954, DOI 10.1098/rspb.2010.1770, lire en ligne, consulté le ).
  82. M. R. Berenbaum, « The chemistry of defense: theory and practice », Proceedings of the National Academy of Sciences, vol. 92, no 1,‎ , p. 2-8 (ISSN 0027-8424 et 1091-6490, lire en ligne, consulté le ).
  83. David Wool, « Autoecology of Baizongia pistaciae (L.): a monographical study of a galling aphid », Israel Journal of Entomology, vol. 41-42,‎ , p. 67-93 (lire en ligne, consulté le ).
  84. (en) Paul Baumann, Nancy A. Moran et Linda Baumann, The Prokaryotes, , 403–438 p. (ISBN 978-0-387-25476-0, DOI 10.1007/0-387-30741-9_16, lire en ligne), « Bacteriocyte-Associated Endosymbionts of Insects »
  85. (en) A. E. Douglas, « Nutritional Interactions in Insect-Microbial Symbioses: Aphids and Their Symbiotic BacteriaBuchnera », Annual Review of Entomology, vol. 43, no 1,‎ , p. 17–37 (PMID 15012383, DOI 10.1146/annurev.ento.43.1.17)
  86. (en) Andrzej Bodył, Paweł Mackiewicz et Przemysław Gagat, « Organelle Evolution: Paulinella Breaks a Paradigm », Current Biology, vol. 22, no 9,‎ , R304–R306 (PMID 22575468, DOI 10.1016/j.cub.2012.03.020)
  87. (en) Ahmed Sabri, Sophie Vandermoten, Pascal D. Leroy, Eric Haubruge, Thierry Hance, Philippe Thonart, Edwin De Pauw et Frédéric Francis, « Proteomic Investigation of Aphid Honeydew Reveals an Unexpected Diversity of Proteins », PLOS ONE, vol. 8, no 9,‎ , e74656 (ISSN 1932-6203, PMID 24086359, PMCID 3783439, DOI 10.1371/journal.pone.0074656, Bibcode 2013PLoSO...874656S)
  88. (en) V. Perez-Brocal, R. Gil, S. Ramos, A. Lamelas, M. Postigo, J.M. Michelena, F. J. Silva, A. Moya et A. Latorre, « A Small Microbial Genome: The End of a Long Symbiotic Relationship? », Science, vol. 314, no 5797,‎ , p. 312–313 (PMID 17038625, DOI 10.1126/science.1130441, Bibcode 2006Sci...314..312P)
  89. (en) A. Mira et Nancy A. Moran, « Estimating Population Size and Transmission Bottlenecks in Maternally Transmitted Endosymbiotic Bacteria », Microbial Ecology, vol. 44, no 2,‎ , p. 137–143 (PMID 12087426, DOI 10.1007/s00248-002-0012-9)
  90. Yoshiyuki Sakaki, Shuji Shigenobu, Hidemi Watanabe, Masahira Hattori et Hajime Ishikawa, « Genome sequence of the endocellular bacterial symbiont of aphids Buchnera sp. APS », Nature, vol. 407, no 6800,‎ , p. 81–86 (PMID 10993077, DOI 10.1038/35024074, Bibcode 2000Natur.407...81S)
  91. (en) José Viñuelas, Federica Calevro, Didier Remond, Jacques Bernillon, Yvan Rahbé, Gérard Febvay, Jean-Michel Fayard et Hubert Charles, « Conservation of the links between gene transcription and chromosomal organization in the highly reduced genome of Buchnera aphidicola », BMC Genomics, vol. 8, no 1,‎ , p. 143 (PMID 17547756, PMCID 1899503, DOI 10.1186/1471-2164-8-143)
  92. (en) Moran, Nancy A., Dunbar, Helen E. et Wilcox, Jennifer L., « Regulation of Transcription in a Reduced Bacterial Genome: Nutrient-Provisioning Genes of the Obligate Symbiont Buchnera aphidicola », Journal of Bacteriology, vol. 187, no 12,‎ , p. 4229–4237 (PMID 15937185, PMCID 1151715, DOI 10.1128/JB.187.12.4229-4237.2005)
  93. Tsuchida, T., Koga, R., Meng, X. Y., T. Matsumoto et T. Fukatsu, « Characterization of a facultative endosymbiotic bacterium of the pea aphid Acyrthosiphon pisum », Microbial Ecology, vol. 49, no 1,‎ , p. 126–133 (PMID 15690225, DOI 10.1007/s00248-004-0216-2)
  94. M. Sakurai, R. Koga, T. Tsuchida, X.-Y. Meng et T. Fukatsu, « Rickettsia Symbiont in the Pea Aphid Acyrthosiphon pisum: Novel Cellular Tropism, Effect on Host Fitness, and Interaction with the Essential Symbiont Buchnera », Applied and Environmental Microbiology, vol. 71, no 7,‎ , p. 4069–4075 (PMID 16000822, PMCID 1168972, DOI 10.1128/AEM.71.7.4069-4075.2005)
  95. Julia Ferrari, Claire L. Scarborough et H. Charles J. Godfray, « Genetic variation in the effect of a facultative symbiont on host-plant use by pea aphids », Oecologia, vol. 153, no 2,‎ , p. 323–329 (PMID 17415589, DOI 10.1007/s00442-007-0730-2, Bibcode 2007Oecol.153..323F)
  96. J.-C. Simon, S. Carre, M. Boutin, N. Prunier-Leterme, B. Sabater-Munoz, A. Latorre et R. Bournoville, « Host-based divergence in populations of the pea aphid: insights from nuclear markers and the prevalence of facultative symbionts », Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, vol. 270, no 1525,‎ , p. 1703–1712 (PMID 12964998, PMCID 1691435, DOI 10.1098/rspb.2003.2430)
  97. (en) Stephanie R. Weldon et Kerry M. Oliver, The Mechanistic Benefits of Microbial Symbionts, Springer, Cham, coll. « Advances in Environmental Microbiology », , 173–206 p. (ISBN 9783319280660, DOI 10.1007/978-3-319-28068-4_7)
  98. (en) S. R. Weldon, M. R. Strand et K. M. Oliver, « Phage loss and the breakdown of a defensive symbiosis in aphids », Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences, vol. 280, no 1751,‎ , p. 20122103 (PMID 23193123, PMCID 3574403, DOI 10.1098/rspb.2012.2103)
  99. (en) K. M. Oliver, Nancy A. Moran et M. S. Hunter, « Costs and benefits of a superinfection of facultative symbionts in aphids », Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, vol. 273, no 1591,‎ , p. 1273–1280 (PMID 16720402, PMCID 1560284, DOI 10.1098/rspb.2005.3436)
  100. a et b van Emden, Helmut F. et Harrington, Richard, Aphids as Crop Pests, CABI, (ISBN 978-1-78064-709-8, lire en ligne), p. 196–198
  101. Sidney Shulman, « Allergic Responses to Insects », Annual Review of Entomology, vol. 12, no 1,‎ , p. 323–346 (DOI 10.1146/annurev.en.12.010167.001543)
  102. (en) Leanne Pundt, « Managing Aphids in the Greenhouse » [archive du ], University of Connecticut College of Agriculture, Health, and Natural Resources, (consulté le )
  103. a et b (en) Flint, M.L., « Aphids » [archive du ], UC IPM, (consulté le )
  104. (en) Cranshaw, W.S., « Insect Control: Soaps and Detergents », University of Colorado, (consulté le )
  105. (en) Ubl, J.B., « Insecticidal Soaps for Garden Pest Control », Clemson University, (consulté le )
  106. (en) D. A. Evans et J. T. Medler, « Improved Method of Using Yellow-Pan Aphid Traps1 », Journal of Economic Entomology, vol. 59, no 6,‎ , p. 1526–1527 (ISSN 1938-291X, DOI 10.1093/jee/59.6.1526, lire en ligne)
  107. Thomas Felix Döring et Lars Chittka, « Visual ecology of aphids—a critical review on the role of colours in host finding », Arthropod-Plant Interactions, vol. 1,‎ , p. 3–16 (DOI 10.1007/s11829-006-9000-1)
  108. (en) Jaronski, S. T. et Mascarin, G. M., Mass Production of Fungal Entomopathogens, Academic Press, , 141–155 p. (ISBN 978-0-12-803527-6)
  109. (en) Donald C. Steinkraus, « Factors affecting transmission of fungal pathogens of aphids », Journal of Invertebrate Pathology, vol. 92, no 3,‎ , p. 125–131 (PMID 16780867, DOI 10.1016/j.jip.2006.03.009)
  110. Lady Beetle Releases for Aphid Control: How to Help Them Work. Clark, J.K., University of California Davis, June 2011.
  111. (en) Marren, Peter et Mabey, Richard, Bugs Britannica, Chatto & Windus, , 191–194 p. (ISBN 978-0-7011-8180-2, lire en ligne)
  112. (en) Miles Olson, Unlearn, Rewild : Earth Skills, Ideas and Inspiration for the Future Primitive, New Society Publishers, , 240 p. (ISBN 978-0-86571-721-3, présentation en ligne), p. 201
  113. a et b Species File, consulté le 29 octobre 2016