Glochidie

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Glochidie de la moule Lampsilis higginsii
Glochidie de l'Anodonte du cygne
Glochidie de l'Anodonte du cygne

La glochidie est un stade larvaire de certaines moules d'eau douce, mollusques bivalves de la famille des Unionidae et des Margaritiferidae, parasitaire (d'un poisson) durant la seconde partie de son évolution.

Schéma représentant la glochidie de l'Anodonte des cygnes (Anodonta cygnea). La larve mesure 0,35 mm de long


Description[modifier | modifier le code]

Cette forme de larve possède des crochets qui lui permettent de se fixer sur les poissons, notamment à leurs branchies, avant qu'elle ne s'en détache pour retomber sur le substrat et prendre la forme d'une jeune moule.

En procédant de la sorte la larve est transporté par le poisson-hôte parfois en amont de la rivière, ce qui assure sa propagation et contribue au brassage génétique de l'espèce.

Histoire scientifique[modifier | modifier le code]

Avant que l'on ne comprenne l'origine de cette forme larvaire, elle était décrite comme un « ver parasite » du poisson, bien que les glochidies ne soient pas des vers et que dans des circonstances normales, elles ne nuisent pas aux poissons (ou que leurs effets négatifs sont largement compensés par l'effet positif de la présence de l'espèce dans l'écosystème où vit le poisson).

Leur mode de vie et de nutrition commence à être mieux compris. Il semble légèrement varier selon les espèces, de même que la répartition des réserves en lipides neutres et la phosphatase acide dans le manteau[1]. Les pellicules muqueuses qui recouvrent le manteau ont également un comportement différent face à la dessication[1].

Effets de la charge parasitaire[modifier | modifier le code]

La présence d'un trop grand nombre de glochidies peut diminuer considérablement la capacité de l'hôte à respirer. En effet le tissu branchial fortement colonisé par les glochidies qui s'y enkystent finit par se cicatriser de telle sorte qu'il perd une partie de sa fonctionnalité.

Certaines moules de la famille des Unionidae, comme Ptychobranchus fasciolaris et P. greenii[2], libèrent leurs glochidies dans des paquets mucilagineux appelés conglutinats. Le conglutinat a un filament collant qui lui permet d'adhérer au substrat de sorte qu'il n'est pas emporté par le courant.


Des microvillosités (contenant de la phosphatase alcaline) sont présentes en surface du manteau, lequel semble jouer une rôle dans l'absorption des nutriments et la digestion (il pourrait aussi peut-être absorber des électrolytes)[1]. Des ganglions rudimentaires (ne se colorant pas au bleu de méthylène sont présents, ainsi que huit organes sensoriaux ciliés (qui eux se colorent au bleu de méthylène et au PAS et révèlent à l'analyse de la succinate déshydrogénase et de la phosphatase acide[1]. Le manteau présente plusieurs lobes où « la cellule enveloppante de l'organe ciliaire dorsal est reliée à celles de la triade ventrale par un conduit cellulaire et les cellules ciliées centrales des organes émettent des axones l'une vers l'autre »[1].

Vulnérabilité des glochidies[modifier | modifier le code]

Le stade glochidie est un « stade obligé », où les individus sont vulnérables. Ce stade est critique pour la survie de toutes les espèces de moules d'eau douce[3]. Les glochidies sont vulnérables à l'absence d'espèces-hôtes, et très sensibles (parfois aux faibles doses, pour ce qui concerne leur activité ciliaire par exemple[4]) à différents polluants organiques[5],[6] ou métalliques[7]) ou à l'acidification des eaux douces[8]. Différents polluants peuvent avoir des effets toxiques quand ils sont combinés à des doses qui pour un seul des polluants seraient sans effet[9]. Le Cuivre (dont la toxicité pour de nombreux animaux aquatiques est bien connue, ce pourquoi il est utilisé dans les antifouling) fait partie des polluants qui peuvent tuer ou nuire aux glochidies[3],[10]. Le taux d'oxygène dissous et la température de l'eau sont aussi deux facteurs importants[11]. Certains biocides et médicaments vétérinaires utilisés en piscicultures ou dont les résidus sont rejetés dans la nature peuvent aussi affecter la survie des glochidies[12]

Il faut notamment qu'elles soient en mesure de fermer leurs valves pour s'accrocher à leur hôte pour entamer et réaliser leur stade ectoparasite.

Des glochidies matures (obtenues en grattant les branchies de moules gravides) ont été expérimentalement exposées à des eaux modérément à très légèrement acides (pH 3 à 6,5), ainsi qu'à une eau enrichie en aluminium (150 – 3000 μg/L), ou à une situation combinant une exposition à l'aluminium (300 μg/L) et à un pH faible à légèrement acide (3 – 6,5), ou à du zinc (5 – 30 000 μg/L), à du cadmium (50–3000 μg/L) ou à du cuivre (5 – 1500 μg/L). La résistance des glochidies a été mesuré pour des durées de 24, 48, 72 et 144 heures (par observation du réflexe de fermeture des coquilles de la glochidies en réaction à un irritant (ici du KCl 2,5 M). Pour A. cygnea, les EC50 (50 % des glochidies ne peuvent plus se refermer après 48 h) par métal était (par ordre décroissant) : Cu (EC50 = 5,3 μg/L) > Cd (EC50 = 46,8 μg/L) > Zn (EC50 = 69,1 μg/L) > Al. L'EC50 du pH était de 4,34 pour A. cygnea et de 4,69 pour Anodonta anatina. En présence de 300 μg/L de Al, la mesure EC50 du pH était de 4,46 pour A. cygnea.

Taux de réussite du stade parasitaire[modifier | modifier le code]

Un très faible pourcentage des millions de glochidies émises dans l'eau va réellement réussir à s'accrocher et survivre sur un poisson-hôte approprié[13].

Le taux de survie est mal connue, mais à titre d'exemple, il a été évalué par Wolfgang A. Jansen & J. Mark Hanson sur la perchaude (poisson nord-américain très proche de la perche, dans le lac Narrow (Alberta) durant une période de 4 ans (1986-1989) pour la mulette unionidée Anodonta grandis simpsoniana[13]. Dans ce cas, la population d'anodontes (de 2 ans et plus) a été estimée à 2,9 × 106 individus (dont environ 50 % adultes)[13]. A titre d'exemple, ces anodontes ont émis en 1987 environ 38,1 × 1012 glochidies parmi lesquelles seulement 2,6 × 106 (soit un taux de 0,007 %) ont parasité les perchaudes (perchaudes surtout âgées (pour 92 %) d'un à deux ans, les adultes s'immunisant contre cette parasitose)[13]. Le taux de survie des glochidies installées sur un hôte était de 27 % environ jusqu'à l'âge de deux ans et de 9 à 18 % jusqu'à la maturité). Les auteurs déduisent de ces chiffres que le stade glochidie/parasitaire est critique pour la survie de l'espèce[13].

Notes et références[modifier | modifier le code]

  1. a, b, c, d et e Pekkarinen M (1996) Scanning electron microscopy, whole-mount histology, and histochemistry of two anodontine glochidia (Bivalvia: Unionidae). Canadian journal of zoology, 74(11), 1964-1973 (résumé).
  2. Hartfield, P. and E. Hartfield. (1996). Observations on the conglutinates of Ptychobranchus greeni (Conrad, 1834) (Mollusca: Bivalvia: Unionoidea). American Midland Naturalist 135(2) 370-75.
  3. a et b Peter J. Jacobson, Richard J. Neves, Donald S. Cherry, Jerry L. Farris (1997) Sensitivity of glochidial stages of freshwater mussels (Bivalvia: Unionidae) to copper Environmental Toxicology and Chemistry, 16 (10.1002/etc.v16:11), 2384 - 2392
  4. K.Y.H. Lagerspetz, A. Tiiska, K.E.O. Senius, Part C: Comparative Pharmacology, 1993. Low sensitivity of ciliary activity in the gills of Anodonta cygnea to some ecotoxicals ; Comparative Biochemistry and Physiology. 105 (), 393 - 395
  5. John E. Weinstein, Kevin D. Polk (2001) Phototoxicity of anthracene and pyrene to glochidia of the freshwater mussel Utterbackia imbecillis. Environmental Toxicology and Chemistry20 (10.1002/etc.v20:9), 2021 - 2028
  6. W. Gregory Cope, Robert B. Bringolf, David B. Buchwalter, Teresa J. Newton, Christopher G. Ingersoll, Ning Wang, Tom Augspurger, F. James Dwyer, M. Christopher Barnhart, Richard J. Neves, Edward Hammer, Journal of the North American Benthological Society, (2008) Differential exposure, duration, and sensitivity of unionoidean bivalve life stages to environmental contaminants. 27 (), 451 - 462
  7. C HANSTEN (1996) Viability of glochidia of Anodonta anatina (Unionidae) exposed to selected metals and chelating agents ; Aquatic Toxicology, 34 (), 1 - 12
  8. J. Taskinen, P. Berg, M. Saarinen-Valta, S. Välilä, E. Mäenpää, K. Myllynen, J. Pakkala, Toxicological & Environmental Chemistry (2011) Effect of pH, iron and aluminum on survival of early life history stages of the endangered freshwater pearl mussel, Margaritifera margaritifera. 93 (), 1764 - 1777
  9. Patricia L. Gillis, James C. McGeer, Gerald L. Mackie, Michael P. Wilkie, Josef D. Ackerman, Environmental Toxicology and Chemistry, (2010). The effect of natural dissolved organic carbon on the acute toxicity of copper to larval freshwater mussels (glochidia). 29 (10.1002/etc.v29:11), 2519 - 2528 CrossRef.
  10. Patricia L. Gillis, Rebecca J. Mitchell, Astrid N. Schwalb, Kelly A. McNichols, Gerald L. Mackie, Chris M. Wood, Josef D. Ackerman, Aquatic Toxicology, 2008. Sensitivity of the glochidia (larvae) of freshwater mussels to copper: Assessing the effect of water hardness and dissolved organic carbon on the sensitivity of endangered species. 88 (), 137 - 145
  11. Yoshihiro Akiyama, Toshio Iwakuma, Zoological Science, 2007. Survival of Glochidial Larvae of the Freshwater Pearl Mussel, Margaritifera laevis (Bivalvia: Unionoida), at Different Temperatures: A Comparison Between Two Populations With and Without Recruitment. 24 (), 890 - 893
  12. Jeff J. Rach, Tony Brady, Theresa M. Schreier, Doug Aloisi, (2006) Safety of Fish Therapeutants to Glochidia of the Plain Pocketbook Mussel during Encystment on Largemouth Bass. North American Journal of Aquaculture  ; 68 (), 348 - 354
  13. a, b, c, d et e Jansen, W. A., & Hanson, J. M. (1991) Estimates of the number of glochidia produced by clams (Anodonta grandis simpsoniana Lea), attaching to yellow perch (Perca flavescens), and surviving to various ages in Narrow Lake, Alberta. Canadian Journal of Zoology, 69(4), 973-977 (résumé)

Voir aussi[modifier | modifier le code]

Articles connexes[modifier | modifier le code]

Liens externes[modifier | modifier le code]

Bibliographie[modifier | modifier le code]

  • Aldridge DC & McIvor AL (2003) Gill evacuation and release of glochidia by Unio pictorum and Unio tumidus (Bivalvia : Unionidae) under thermal and hypoxic stress. Journal of Molluscan Studies, 69: 55-59 (résumé)
  • Awakura, T., 1968. The ecology of parasitic glochidia of the freshwater pearl mussel, Margaritifera laevis (Haas). Sci. Rep. Hokkaido Fish Hatch. No. 23.
  • Cunjak, R. A., & McGladdery, S. E. (1991). The parasite-host relationship of glochidia (Mollusca: Margaritiferidae) on the gills of young-of-the-year Atlantic salmon (Salmo salar). Canadian Journal of Zoology, 69(2), 353-358.
  • Huebner, J. D., & Pynnönen, K. S. (1992). Viability of glochidia of two species of Anodonta exposed to low pH and selected metals. Canadian Journal of Zoology, 70(12), 2348-2355 (http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/z92-315 résumé].
  • Jansen, W. A., & Hanson, J. M. (1991) Estimates of the number of glochidia produced by clams (Anodonta grandis simpsoniana Lea), attaching to yellow perch (Perca flavescens), and surviving to various ages in Narrow Lake, Alberta. Canadian Journal of Zoology, 69(4), 973-977 (résumé).
  • S Markich, Aquatic Toxicology (2000) Valve movement responses of Velesunio angasi (Bivalvia: Hyriidae) to manganese and uranium: An exception to the free ion activity model. 51 (), 155 - 175
  • John E Weinstein (2002) Photoperiod effects on the UV-induced toxicity of fluoranthene to freshwater mussel glochidia: absence of repair during dark periods ; Aquatic Toxicology 59 (), 153 - 161
  • Kelley B. Van Vreede, David L. Macintosh, Marsha C. Black (1999) Estimating time-to-gravid for a freshwater mussel, Utterbackia imbecillis (Unionidae), after temperature conditioning in the laboratory ; Environmental Toxicology and Chemistry. 18 (10.1002/etc.v18:7), 1469 - 1473
  • John E. Weinstein, Environmental Toxicology and Chemistry (2001) Characterization of the acute toxicity of photoactivated fluoranthene to glochidia of the freshwater mussel, Utterbackia imbecillis. 20 (10.1002/etc.v20:2), 412 - 419