G-quadruplex

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Structure d'un G-quadruplex. Gauche : G-quartet. droite : G-quadruplex intramoléculaire

Un G-quadruplex (G4) est une structure secondaire à quatre brins que peuvent adopter les acides nucléiques (ADN ou ARN) riches en résidus de guanine. Cette structure repose sur des appariements de bases de type Hoogsteen formant un plateau de quatre résidus de guanine (G), également appelé « quartet ». L’empilement parallèle et ininterrompu d’au moins deux quartets, intercalés par un cation monovalent (sodium ou potassium) stabilisant la structure, constitue le G4. Ceci implique une structure primaire d’ADN contenant quatre paires de G pouvant se situer sur la même molécule d’ADN (G4 intramoléculaire) ou sur des molécules d’ADN différentes (G4 intermoléculaire).

Découverte et caractérisation[modifier | modifier le code]

Les G-quartets et les G-quadruplex ont été caractérisés pour la première fois en 1962 par diffraction de rayon X[1]. Elles ont été étudiées de manière détaillée in vitro, et il a été montré qu’elles se formaient dans des conditions de salinité et de pH physiologiques[2], et que de nombreuses protéines étaient capables de fixer, stabiliser, ou au contraire dérouler ces structures in vitro (pour revue[3]).

Les G-quadruplex existent dans le vivant[modifier | modifier le code]

Outre les télomères, des études bioinformatiques ont révélé une forte présence de séquences potentiellement capables de former des G-quadruplex dans tous les génomes analysés jusqu’alors (plus de 270 000 chez l'homme). Ces séquences sont fortement enrichies à certains loci notamment au niveau des promoteurs, et de l'extrémité 5'-UTR des ARN messagers et cela concerne plus particulièrement certaines classes de gènes, alors que d’autres en sont dépourvus. Ceci suggère un rôle conservé de contrôle transcriptionnel, d’épissage ou de traduction pour ces structures secondaires. Outre ce rôle putatif dans le contrôle de l’expression des gènes, les G4 semblent intervenir dans de nombreux autres processus cellulaires, comme la biogenèse des ribosomes et la maturation des ARN ribosomiques, la recombinaison homologue, la régulation de la structure des télomères, et l’inhibition ou l'initialisation[4] de la réplication des ADN ribosomiques et des télomères. L’implication des G4 dans ces mécanismes où l’ADN est activement ouvert est cohérente avec l’idée que le G4 ne peut se former que lorsque l’ADN (ou l’ARN) se trouve sous forme monocaténaire.

Plusieurs études ont récemment mis en évidence, directement ou indirectement, l'existence des G-quadruplex dans les organismes vivant. Chez les ciliés par visualisation directe à l’aide d’anticorps extrêmement affins des G-quadruplex formés par les télomères de Stylonychia lemnae[5] ainsi que le rôle de deux protéines télomériques (TEBPα et ß) dans la formation de cette structure démontrant un rôle important des G-quadruplex dans le métabolisme des télomères[6]. Chez l'homme, l'existence des G-quadruplex a été démontrée à l'aide de ligands liant spécifiquement les G-quadruplex télomériques[7],[8]. Chez la bactérie, la formation de G-quadruplex au cours de la transcription a été mis en évidence par microscopie électronique chez E. coli[9]. Un champ de l'étude des G-quadruplex réside également dans leur visualisation en direct dans une cellule vivante, notamment via des méthodes de spectroscopie[10].

Structure 3D d'un G-quadruplex formé par la séquence télomérique humaine (brin G) (PDB 2HY9). Le squelette phosphate est représenté par un tube. Le centre de la structure contient trois empilements successifs de G-quartets. Les liaisons hydrogène sont représentées par des lignes bleues.

Notes et références[modifier | modifier le code]

  1. GELLERT M, LIPSETT MN, DAVIES DR. Helix formation by guanylic acid.Proc Natl Acad Sci U S A. 1962 Dec 15;48:2013-8
  2. Parkinson GN, Lee MP, Neidle S. Crystal structure of parallel quadruplexes from human telomeric DNA. Nature. 2002 Jun 20;417(6891):876-80. Epub 2002 May 26.
  3. In vivo veritas: Using yeast to probe the biological functions of G-quadruplexes. Johnson JE, Smith JS, Kozak ML, Johnson FB. Biochimie. 2008 Feb 21
  4. (en) Anne-Laure Valton et al., « G4 motifs affect origin positioning and efficiency in two vertebrate replicators », EMBO J., vol. 33(7),‎ , p. 732-746
  5. Schaffitzel C, Berger I, Postberg J, Hanes J, Lipps HJ, Plückthun A. In vitro generated antibodies specific for telomeric guanine-quadruplex DNA react with Stylonychia lemnae macronuclei. Proc Natl Acad Sci U S A. 2001 Jul 17;98(15):8572-7
  6. Paeschke K, Simonsson T, Postberg J, Rhodes D, Lipps HJ. Telomere end-binding proteins control the formation of G-quadruplex DNA structures in vivo. Nat Struct Mol Biol. 2005 Oct;12(10):847-54
  7. Gomez D, Paterski R, Lemarteleur T, Shin-ya K, Mergny J.L. and Riou J.F. Interaction of telomestatin with the telomeric single-strand overhang.J Biol Chem. 2004 Oct 1;279(40):41487-94.
  8. (en) Giulia Biffi et al., « Quantitative visualization of DNA G-quadruplex structures in human cells », Nature Chemistry, vol. 5,‎ , p. 182-186
  9. Duquette ML, Handa P, Vincent JA, Taylor AF, Maizels N.Intracellular transcription of G-rich DNAs induces formation of G-loops, novel structures containing G4 DNA.Genes Dev. 2004 Jul 1;18(13):1618-29.
  10. (en) Aurélien Laguerre et al., « Direct visualization of both DNA and RNA quadruplexes in human cells via an uncommon spectroscopic method », Scientific Reports, vol. 6 : 32141,‎

Bibliographie[modifier | modifier le code]

Communiqués de presse académiques[modifier | modifier le code]

Sites internet dédiés aux G-quadruplex[modifier | modifier le code]

Outils de prédiction de G-quadruplex[modifier | modifier le code]