Fixation biologique du diazote

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La fixation biologique de l'azote (ou « diazotrophie ») est un processus qui permet à un organisme de produire (indirectement) des substances protéiques à partir de l'azote gazeux (N2)présent dans l'atmosphère et l'environnement.
L'acronyme BNF est parfois utilisé par les anglophones pour résumer l'expression « biological N2-fixation ».

C'est le processus de réduction enzymatique de N2 (azote moléculaire) en azote ammoniacal, ou ammoniac (NH3) : cette forme de N combiné, appelée intermédiaire-clé, représente la fin de la réaction de fixation et le début de l'incorporation de l'azote fixé dans le squelette carboné. Dans le système biologique fixateur de N2 les conditions optimales de la catalyse biologique correspondent à une pression de 0,2 à 1,0 atm de N2 et une température de 30−35 °C, alors que les conditions de la catalyse chimique sont très sévères : pression de 250-1000 atm de N2 et température de 450 °C[1].


Généralités[modifier | modifier le code]

Cycle de l'azote dans le sol

Ce processus est comparable à celui de la photosynthèse qui permet de produire des substances glucidiques à partir du dioxyde de carbone (CO2) de l'atmosphère. Mais, alors que la photosynthèse est le fait de tous les végétaux (sauf les végétaux saprophytes), la fixation de l'azote ambiant n'est réalisée que par certaines espèces de bactéries et d'algues cyanophycées. Toutefois, de nombreuses plantes, principalement de la famille des Fabacées (légumineuses), la réalisent de façon indirecte, en symbiose avec des bactéries de leur rhizosphère, qui se localisent généralement dans des nodosités situées sur leurs racines.

Jusqu'à une date récente, on admettait que les champignons mycorrhiziens pouvaient fixer N2. On sait maintenant que la propriété de fixer N2 est strictement limitée aux procaryotes[2],[3] et n’a jamais été montrée chez les champignons filamenteux. La fixation de N2 mesurée par la réduction de l’acétylène (C2H2) en éthylène (C2H4 ou CH2=CH2) par une racine mycorrhizée ne devrait pas être imputée au champignon lui-même mais aux bactéries associées de la mycorrhizosphère. Cette activité de fixation de N2 est d'ailleurs encore plus importante dans la litière forestière que dans la mycorrhizosphère elle-même[4].

Ces organismes procaryotes (bactéries) produisent une enzyme, la nitrogénase, qui permet de réaliser la synthèse de l'ammoniac par une réaction de réduction fortement endothermique :

  • N2 + 8 H+ + 16 ATP → 2 NH3+ H2 [5]

dans les conditions du sol, à l'opposé des 450 °C des procédés industriels qui requièrent aussi une pression moyenne de l'ordre de 400 atmosphères. L'ammoniac est ensuite transformé en acides aminés utilisables par les plantes.

La nitrogénase est en réalité un complexe enzymatique formé de sous-unités, dont le fonctionnement est in vitro inhibée par l'oxygène. Mais dans le processus de symbiose son fonctionnement est rendu possible en zone de microaérobiose (dans les nodules racinaires) voire en condition aérobie à l'intérieur des racines de plantes non légumineuses (avec l'aide de microorganismes dites « endophytes » selon Santi & al en 2013[6] qui semble ainsi bénéficier de condition [7],[8].
Par ailleurs les micro-organismes diazotrophes (fixatrices d'azote) ont de leur côté développé plusieurs stratégies de protection de leur complexe nitrogénase[9],[10].

Les bactéries fixatrices d'azote[modifier | modifier le code]

Sur Terre, il existe des bactéries libres qui vivent dans le sol et assurent la fixation de l'azote, soit seules, soit en symbiose avec d'autres bactéries. Ce sont principalement :

D'autres bactéries vivent en symbiose avec le système racinaire des plantes :

Dans les océans, ce sont les Cyanobacteria qui fixent le diazote. Il en existe deux types :

  • Les cyanobactéries dites "filamenteuses", telles que Trichodesmium sp., qui vivent en colonie ;
  • Les cyanobactéries unicellulaires, appelées UCYN, qui peuvent vivre libre ou en symbiose avec certaines espèces du phytoplancton.

Le cas des légumineuses[modifier | modifier le code]

Les différentes espèces de bactéries rhizobiums, qui sont capables d'infecter les racines des légumineuses (famille des Fabacées), sont spécifiques de certaines plantes-hôtes. Ainsi Rhizobium phaseoli infecte les haricots (Phaseolus sp).

Les bactéries provoquent la formation de nodosités sur les racines en pénétrant par les poils racinaires, et se transforment en « bactéroïdes » de plus grande taille. Les nodosités sont le siège d'une activité symbiotique dans laquelle la plante fournit les sucres et l'énergie issus de la photosynthèse, et bénéficie en retour des acides aminés qui y sont produits.

Cette activité peut produire annuellement jusqu'à 300 kg d'azote à l'hectare, qui se retrouvent en partie dans les récoltes exportées (protéines des graines et fourrages) et en partie dans le sol, utilisable par les cultures suivantes.

Au niveau mondial, on estime à 100 millions de tonnes par an la masse d'azote ainsi fixé, soit le même ordre de grandeur de la production d'azote de l'industrie chimique.

Dialogue Fabacées Rhizobiacés[modifier | modifier le code]

La formation des nodules racinaires met en jeu un dialogue moléculaire complexe entre la plante-hôte et les rhizobiacées.

La plante sécrète des signaux de type flavonoïdes, bétaïnes. La perception de ces signaux par la bactérie induit l’expression de nombreux gènes bactériens, dont une centaine sont connus. Les plus étudiés sont les gènes nod (ou bien nol et noe). Les gènes Nod D expriment des protéines régulatrices en réponse aux inducteurs végétaux. Une fois activées les protéines Nod D se fixent sur des séquences nod-box, promoteur des gènes nod de structure et activent leur transcription. Ces gènes produisent des facteurs Nod essentiels dans l’établissement de la symbiose.

Les facteurs NOD activent une voie de signalisation faisant intervenir une série de gènes de la plante-hôte, et provoquent finalement des modifications morphologiques et cytologiques de la racine, pour aboutir à la formation des nodules.

La voie de signalisation NOD[modifier | modifier le code]

De nombreux gènes ont été identifiés chez le pois (Pisum sativum), le lotier (Lotus japonica) et la luzerne faux-tribule (Medicago truncatula). Ce sont tous des récepteurs SYMRK (symbiosis receptor like kinase), possédant un domaine kinase côté intracellulaire (RLK, Receptor like kinase) et des motifs riches en LysmM (interaction avec les facteurs NOD) côté extracellulaire. Les gènes sont appelés Nfr (Nod factor receptor) ou Sym (symbiosis genes). Il pourrait y avoir deux types de récepteurs, un contrôlant l’infection de la racine par la bactérie, l’autre permettant la courbure des poils absorbants.

Quelques dizaines de secondes après l’application des facteurs Nod, on observe un influx rapide de calcium qui induit une dépolarisation de la membrane plasmique entrainant la courbure et la déformation de poils absorbants.

Dix minutes après des oscillations périodiques et transitoires de la concentration de calcium cytosolique se produisent à proximité de la région périnucléaire. Ces oscillations calciques (calcium spiking) sont dues à deux protéines membranaires DMI1 et DMI2. Ce dernier est un récepteur de type RKL (receptor like kinase) présentant trois domaines riches en Leucine(LRR).

La réponse à ces oscillations est due au gène DMI3 codant une protéine kinase calmoduline et calcium dépendante. Cette protéine perçoit les variations de concentration en calcium à la fois par liaison à des calmodulines liées au calcium et au calcium libre. DMI3 est activé par l’autophosphorylation de son domaine kinase. De plus, DMI3 exerce un retrocontrôle négatif sur DMI1 et DMI2, et donc sur les oscillations calciques.

DMI3 active l’expression des gènes ENOD (early noduline genes, gènes à nodulines précoces), protéines produites par la plante pendant les premières étapes de la symbiose, (comme la leghemoglobine) impliquées dans l’infection et l’organogenèse des nodules activant la division des cellules corticales. Cependant les substrats intermédiaires de DMI3 ne sont pas encore bien déterminés.

Évolution des symbioses fixatrices d’azote[modifier | modifier le code]

Origine et apparition[modifier | modifier le code]

Il semblerait que les rhizobiacées ont recruté la voie de signalisation des mycorhizes et que l'organogénèse du nodule soit dérivée du programme génétique de l'organogénèse des racines secondaires. Les endosymbioses fixatrices d'azote seraient apparues il y 65 millions d'années[réf. souhaitée]. L’ancêtre commun à toutes ces espèces aurait développé une endosymbiose bactérienne, grâce à une certaine prédisposition à l’organogénèse nodulaire (la formation de nodules étant un détournement du programme génétique de formation des racines secondaires). Il est probable que la capacité à former des nodosités soit apparue plusieurs fois et indépendamment au cours de l'évolution. Cette aptitude a aussi été perdue plusieurs fois, par exemple pour l’adaptation à des sols plus fertiles. Cela permet d'expliquer la présence de plantes sans nodules à l'intérieur du clade des plantes à nodules.

Spécificité[modifier | modifier le code]

Deux « forces de sélection » antagonistes pourraient rendre compte de la spécificité des symbioses fixatrices d'azote.

  1. La première de ces forces, positive, est l'augmentation du taux d'azote fixé par la plante hôte colonisée par le micro-organisme fixateur d'azote.
  2. La seconde, négative, est l'invasion de la plante hôte par un pathogène non productif.

Une spécificité faible semble se rencontrer dans les genres de plantes primitives, alors que la spécificité des symbiotes augmente au cours de l'évolution.

Au niveau moléculaire on peut définir trois niveaux de spécificité lors du dialogue plante hôte rhizobium. Les gènes Nod sont portés par un plasmide bactérien. Des transferts horizontaux de gènes peuvent alors s'effectuer, ce qui transfère également les spectres d'hôtes. Ceci explique l'interaction entre des espèces de bactéries éloignées évolutivement et des plantes hôtes proches, et inversement. Ainsi il y a une coévolution entre les gènes de la symbiose et les plantes hôtes, et non entre les rhizobiacées et les plantes hôtes.

Autres plantes à la rhizosphère fixatrice d'azote[modifier | modifier le code]

De nombreuses plantes ont des associations similaires :

Plantes disposant de microorganismes « endophytes »[modifier | modifier le code]

Depuis les années 2000 à 2015, plusieurs espèces végétales présentant des endophytes fixatrices d'azote ont été trouvées, dont :

La capacité de fixation de l'azote a été directement quantifiés chez quelques graminées (canne à sucre, blé et riz[28],[12],[29],[30]).

Mesure de la fixation biologique du diazote[modifier | modifier le code]

Elle se fait par deux moyens

  • un premier test utilise le fait qu'il existe un isotope stable de l'azote : l'isotope 13N2 qui est chimiquement inerte et naturellement rare dans l'atmosphère (bien plus rare que l'autre isotope de l'azote : 14N). La mesure du taux d'incorporation de cet isotope dans les tissus vivants d'une plante est la méthode la plus directe de dosage de la fixation biologique du diazote (N2). Si une plante ou un tissus végétal contient plus cet isotope qu'un autre, c'est qu'il a bénéficié d'un moyen de capter des quantités plus importantes de diazote de l'air et de le transformer en azote moléculaire biodisponible (pour produire des acides aminés ou des protéines). Même une faible augmentations de l'isotope 15N par rapport à une plante-témoins indique une fixation de N2[31]. Il est possible pour les besoins d'expériences de laboratoire d'acheter des bombonnes d'azote 15N2 comprimé (98 % des atomes sont des isotopes 15N2)[32] ;
  • un autre moyen (dit « ARA » par les anglophones ; acronyme de « Acetylene reduction assay ») est un « test de réduction de l'acétylène » ; c'est une évaluation cette fois indirecte de la fixation de l'azote atmosphérique N2[33]

Certaines études, par précaution, utilisent à la fois ces deux tests, comme par exemple l'étude de 2016 qui a pour la première fois montré l'existence de bactéries diazotrophes symbiotes d'espèces pionnières dans les branches d'arbre (saules ou peupliers pionniers s'épanouissant sur des milieux fortement carencés en azote)[32].

Notes et références[modifier | modifier le code]

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  2. G.D. Bowen 1973. Mineral nutrition of octomycorrhizae. Ectomycorrhyzae. Their Ecology and Physiology. G.C. Marks and T.T. Kozlowski, ed., Academic Press, New York and London, 151-197. Cité dans Dommergues 1978.
  3. J.R. Postgate. 1974. Evolution within nitrogen-fixing systems. Symposia of the Society for General Microbiology, 24, 263-292. Cité dans Dommergues 1978.
  4. W.B. Silvester, K.J. Bennett. 1973. Acetylene reduction by roots and associated soil of new zealand conifers. Soil Biol. Biochem, 5, 1’11-179. Cité dans Dommergues 1978
  5. Duhoux et Nicole 2004 (Dunod)
  6. Santi C, Bogusz D, Franche C (2013) Biological nitrogen fixation in non-legume plants. Ann Bot 111: 743–767. mct048 [pii]; doi: 10.1093/aob/mct048. PMID 23478942
  7. Sessitsch A, Hardoim P, Doring J, Weilharter A, Krause A, Woyke T et al. (2012) Functional characteristics of an endophyte community colonizing rice roots as revealed by metagenomic analysis. Mol Plant Microbe Interact 25: 28–36. doi: 10.1094/MPMI-08-11-0204. PMID 21970692
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Voir aussi[modifier | modifier le code]

Lien externe[modifier | modifier le code]

Bibliographie[modifier | modifier le code]