Biosynthèse des acides gras

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La biosynthèse des acides gras est une voie métabolique essentielle du processus de lipogenèse chez les eucaryotes et les bactéries. Elle réalise la biosynthèse d'acides gras par condensations de Claisen successives d'unités malonyl-CoA ou méthylmalonyl-CoA sur une amorce d'acétyl-CoA catalysées par l'acide gras synthase (FAS).

Acides gras linéaires[modifier | modifier le code]

Acides gras linéaires saturés[modifier | modifier le code]

De façon semblable à la β-oxydation, la biosynthèse des acides gras linéaires saturés met en œuvre de façon itérative les six réactions présentées dans le tableau ci-dessous, jusqu'à la production de l'acide palmitique.

Le schéma ci-contre présente les réactions qui se déroulent chez les microorganismes et le tableau donne la liste des enzymes présentes chez E. coli. Ces réactions sont réalisées par un complexe enzymatique appelé acide gras synthase II (FAS II) généralement constitué de plusieurs enzymes discrètes agissant ensemble.

Le complexe FAS II est présent chez les bactéries, les plantes, la plupart des mycètes, les protistes ainsi que dans les mitochondries. Chez les autres eucaryotes, les levures et certains mycètes, ces mêmes réactions sont réalisées par un dimère de grosses sous-unités protéiques identiques (homodimère) qui possèdent l'ensemble des activités enzymatiques requises pour produire des acides gras et qu'on appelle acide gras synthase I (FAS I). Cette dernière est moins efficace que la FAS II mais permet de synthétiser une plus grande variété de molécules, notamment des acides gras plus courts par terminaison anticipée du processus.

Les résidus d'acide gras en cours d'assemblage sont liés par covalence à l'acyl carrier protein (ACP) en formant un thioester avec l'unité phosphopantéthéine de cette dernière[1].

Une fois qu'un acide gras linéaire saturé à 16 atomes de carbone est formé (acide palmitique), il peut subir diverses modifications, notamment sous l'action de l'acide gras synthase III (FAS III), qui utilise des molécules à deux atomes de carbone pour allonger des acides gras préformés.

Étape Réaction Enzyme & N° EC Description
  (a)
Acety-CoA ACP transacylase.png
ACP S-acétyltransférase
EC 2.3.1.38
Active l'acétyl-CoA en vue de la réaction avec la malonyl-ACP.
  (b)
Malonyl-CoA ACP transacylase.png
ACP S-malonyltransférase
EC 2.3.1.39
Active la malonyl-CoA en vue de la condensation sur l'acétyl-ACP
ou sur la chaîne d'acide gras linéaire saturé en cours de synthèse.
  (c)
3-ketoactl-ACP synthetase.png
3-cétoacyl-ACP synthase
EC 2.3.1.41
Réaction de la malonyl-ACP avec l'amorce d'acétyl-ACP ou
l'extrémité de la chaîne hydrocarbonée en cours d'assemblage.
  (d)
3-ketoacyl-ACP reductase.png
3-cétoacyl-ACP réductase
EC 1.1.1.100
Réduit le groupe cétone du carbone 3 en hydroxyle.
  (e)
3-hydroxyacyl-ACP dehydrase.png
3-hydroxyacyl-ACP déshydratase
EC 4.2.1.59
Introduit une double liaison trans2 par déshydratation.
  (f)
Enoyl-ACP reductase.png
Énoyl-ACP réductase
EC 1.3.1.9
Réduit la double liaison entre les atomes de carbone 2 et 3.

L'acétyl-CoA est converti en malonyl-CoA par l'acétyl-CoA carboxylase afin d'alimenter la voie métabolique de biosynthèse des acides gras. L'acétyl-CoA carboxylase est le point de régulation de la synthèse des acides gras saturés linéaires, à la fois par phosphorylation et par allostérie, la première étant surtout le fait des mammifères tandis que la seconde intervient chez la plupart des êtres vivants. La régulation allostérique consiste en l'inhibition par le palmitoyl-CoA (rétro-inhibition) et en l'activation par le citrate, cette dernière étant essentielle dans le mécanisme de stockage de l'énergie lorsque le cycle de Krebs est saturé, ce qui est précisément indiqué par l'augmentation de la concentration en citrate.

Chez l'homme, les acides gras sont synthétisés essentiellement dans le foie et les glandes mammaires en lactation ainsi que, dans une moindre mesure, dans le tissu adipeux. L'essentiel de l'acétyl-CoA est formé à partir du pyruvate par le complexe pyruvate déshydrogénase des mitochondries. L'acétyl-CoA produit dans les mitochondries est condensé avec l'oxaloacétate par la citrate synthase pour donner du citrate, transporté à travers la membrane mitochonriale dans le cytosol, où il est clivé en acétyl-CoA et oxaloacétate par l'ATP citrate lyase. L'oxaloacétate cytosolique est réduit en malate par la malate déshydrogénase cytoplasmique et le malate est renvoyé dans les mitochondries pour prendre part au cycle de Krebs[2].

Acides gras linéaires insaturés[modifier | modifier le code]

La désaturation des acides gras requiert de l'oxygène O2, du NADH+H+ et le cytochrome b5. Cette réaction, qui se déroule dans le réticulum endoplasmique, conduit à l'oxydation à la fois de l'acide gras et du NADH. La réaction de désaturation la plus courante introduit une double liaison entre les atomes de carbone 9 et 10 par une Δ9-acide gras désaturase, mais les Humains possèdent également des Δ6, Δ5 et Δ4-désaturases.

Les acides gras insaturés sont des éléments fondamentaux des membranes cellulaires chez les bactéries et les eucaryotes, où ils interviennent en premier lieu dans la régulation de la fluidité membranaire, mais jouent aussi un rôle important dans la signalisation cellulaire (signalisation lipidique) ainsi que dans la réplication de l'ADN[3].

Désaturation anaérobie des acides gras.

Désaturation anaérobie[modifier | modifier le code]

De nombreuses bactéries utilisent la voie anaérobie pour produire des acides gras insaturés. Cette voie métabolique n'utilise pas d'oxygène O2 ni d'enzyme spécifique pour insérer une double liaison avant élongation à l'aide de la machinerie habituelle de synthèse des acides gras. Ce processus a été entièrement élucidé chez E coli :

  • Cet intermédiaire peut être orienté par la protéine FabB, une 3-cétoacyl-ACP synthase, vers la voie normale de biosynthèse des acides gras, au cours de laquelle la double liaison est hydrolysée afin de produire un acide gras linéaire saturé[4].

La plupart des bactéries qui réalisent la désaturation anaérobie des acides gras contiennent des homologues des protéines FabA et FabB[6]. Les Clostridia, une classe de bactéries de l'embranchement des Firmicutes, constituent la principale exception, disposant d'une enzyme particulière qui reste à identifier et qui catalyse la formation de la double liaison cis[5].

La désaturation anaérobie est soumise à une régulation transcriptionnelle par les protéines FadR et FabR. FadR a été la plus étudiée des deux et agit à la fois comme activateur de la transcription des gènes fabA et fabB et comme répresseur du régulon de la β-oxydation. En revanche, la protéine FabR agit comme répresseur de la transcription des gènes fabA et fabB[4].

Désaturation aérobie des acides gras.

Désaturation aérobie[modifier | modifier le code]

La voie aérobie est la plus répandue pour synthétiser des acides gras insaturés. Elle est en utilisée par tous les eucaryotes ainsi que certaines bactéries. Cette voie métabolique a recours à des acide gras désaturases pour convertir des acides gras saturés en acides gras insaturés[7]. Toutes les désaturases ont besoin d'oxygène et consomment en fin de compte du NADH bien qu'il s'agisse malgré tout d'une réaction d'oxydation. Ces enzymes sont spécifiques des doubles liaisons qu'elles introduisent sur les substrats. Chez Bacillus subtilis, la désaturase Δ5-Des introduit spécifiquement une double liaison cis5 sur des acides gras saturés[3],[7] tandis que Saccharomyces cerevisiae possède une désaturase, Ole1p, qui introduit spécifiquement une double liaison cis9[3].

Chez B. subtilis, la désaturation aérobie est régulée par un système à deux composants (en) : DesK, une kinase membranaire, et DesR, un régulateur transcriptionnel des gènes Des[3],[7]. Cette régulation est sensible à la température, le gène étant davantage exprimé lorsque la température diminue. Les acides gras insaturés augmentent la fluidité des membranes cellulaires et les stabilisent aux basses températures. La kinase DesK joue le rôle de capteur thermique membranaire qui s'autophosphoryle lorsque la température baisse. Le groupe phosphate est alors transféré à la protéine DesR qui est à son tour phosphorylée en DesR-P. Deux protéines DesR-P dimérisent et se lient aux promoteurs des gènes Des pour recruter des ARN polymérases afin d'amorcer la transcription[3],[7].

Coexistence des deux modes de désaturation[modifier | modifier le code]

Les modes aérobie et anaérobie de désaturation des acides gras ne coexistent généralement pas, mais des bactéries telles que Pseudomonas aeruginosa[8],[9] et Vibrio ABE-1[10] constituent à cet égard une exception. Ainsi P. aeruginosa met en œuvre une désaturation essentiellement anaérobie, mais possède parallèlement deux voies de désaturation aérobie : la première utilise une Δ9-désaturase (DesA) qui catalyse la formation d'une double liaison sur les lipides membranaires ; la seconde utilise deux protéines, DesC et DesB, qui agissent ensemble comme une Δ9-désaturase pour insérer une double liaison sur un résidu d'acide gras saturé lié à une coenzyme A. Cette seconde voie est régulée par le répresseur DesT, qui réprime également l'expression du gène fabAB de la désaturation anaérobie en présence d'acides gras insaturés exogènes. Ce mécanisme permet de coordonner l'expression de ces deux voies métaboliques chez cette bactérie[9],[11].

Acides gras ramifiés[modifier | modifier le code]

Les acides gras ramifiés des membranes biologiques sont souvent des acides gras saturés de structure dite ou bien iso ou bien antéiso selon que la ramification est branchée respectivement sur le deuxième ou sur le troisième atome de carbone en partant de l'extrémité –CH3 de la chaîne hydrocarbonée de l'acide gras. Il existe plusieurs mécanismes de biosynthèse des acides gras ramifiés, selon que l'amorce utilisée est un α-cétoacide ou un ester d'acyl-CoA[12]. Les bactéries de l'ordre des Actinomycetales possèdent quant à elles des mécanismes particuliers de biosynthèse des acides gras ramifiés, dont l'acide tuberculostéarique.

À partir d'α-cétoacides comme amorces[modifier | modifier le code]

Amorce valine, donnant de l'isobutyryl-CoA et aboutissant à des acides gras de structure iso à nombre pair d'atomes de carbone.
Amorce leucine, donnant de la 3-méthylbutyryl-CoA et aboutissant à des acides gras de structure iso à nombre impair d'atomes de carbone.
Amorce isoleucine, donnant de la 2-méthylbutyryl-CoA et aboutissant à des acides gras de structure antéiso à nombre impair d'atomes de carbone.
Biosynthèse de différents types d'acides gras ramifiés en fonction des amorces utilisées.

Les α-cétoacides intervenant comme amorces dérivent de la transamination et de la décarboxylation de la valine, de la leucine et de l'isoleucine pour donner respectivement de l'isobutyryl-CoA, de la 3-méthylbutyryl-CoA, et de la 2-méthylbutyryl-CoA[13]. La première amorce, issue de la valine, donne des acides gras de structure iso à nombre pair d'atomes de carbone tels que l'acide 14-méthylpentadécanoïque (isopalmitique) tandis que la deuxième, issue de la leucine, peut donner des acides gras de structure iso à nombre impair d'atomes de carbone tels que l'acide 13-méthyltétradécanoïque, et que la troisième, issue de l'isoleucine, conduit aux acides gras de structure antéiso à nombre impair d'atomes de carbone tels que l'acide 12-méthyltétradécanoïque[14].

Les précurseurs des amorces sont décarboxylés par une 2-oxoacide ramifié décarboxylase, ou BCKA décarboxylase. E. coli utilise ensuite le même mécanisme de synthèse par condensations de Claisen d'unités malonyl-CoA que pour les acides gras linéaires[15]. Les produits finaux sont essentiellement des acides gras ramifiés de 12 à 17 atomes de carbone dont la composition tend à être uniforme et caractéristique pour de nombreuses espèces de bactéries[14].

BCKA décarboxylase[modifier | modifier le code]

La 2-oxoacide ramifié décarboxylase, ou BCKA décarboxylase, est une enzyme composée de deux sous-unités en configuration tétramérique (A2B2) indispensable pour la biosynthèse des acides gras ramifiés. Elle est responsable de la décarboxylation des α-cétoacides résultant de la transamination de la valine, de la leucine et de l'isoleucine, et produit les amorces utilisées pour la synthèse des acides gras ramifiés.

Cette enzyme est sensiblement plus active avec les α-cétoacides ramifiés qu'avec les substrats à chaîne droite, et, chez les espèces du genre Bacillus, elle présente une affinité maximum pour l'α-céto-β-méthylvalérate (issu de l'isoleucine), suivi de l'α-cétoisocaproate et de l'α-cétoisovalérate[14],[15].

Modulation de la longueur et de la structure des acides gras ramifiés[modifier | modifier le code]

Les acides gras ramifiés synthétises à partir de ces amorces comptent généralement de 12 à 17 atomes de carbone. La proportion de ces différentes molécules tend à demeurer constante et uniforme au sein d'une espèce de bactéries donnée, mais est susceptible de modulations en fonctions de variations de la concentration en malonyl-CoA, de la température ou des facteurs thermostables (HST). Les HST agissent notamment sur l'affinité relative de la BCKA décarboxylase envers les différents substrats α-cétoacides, ce qui a pour effet de modifier les rapports entre les quantités des différents acides gras ramifiés produits[14]. Par ailleurs, l'augmentation de la concentration en malonyl-CoA a pour effet d'augmenter la proportion d'acides gras en C17 jusqu'à la concentration optimale de malonyl-CoA d'environ 20 µmol·l-1. La baisse de la température tend également à déplacer la production des acides gras ramifiés vers les molécules en C17 chez les espèces du genre Bacillus[12],[14].

À partir d'acides carboxyliques ramifiés à chaîne courte[modifier | modifier le code]

La biosynthèse des acides gras ramifiés à partir d'acides carboxyliques ramifiés à chaîne courte, tels que l'acide isovalérique, l'acide isobutyrique ou encore l'acide 2-méthylbutyrique, est semblable à celle utilisant des α-cétoacides comme amorces. Ce mécanisme est mis en œuvre le plus souvent chez les bactéries qui ne sont pas en mesure d'utiliser ces derniers. Les acides carboxyliques nécessaires à ces amorces sont généralement pris dans l'environnement, comme cela s'observe chez les bactéries de la panse des ruminants[16].

La réaction globale de biosynthèse de l'acide isopalmitique à partir de l'isobutyryl-CoA est par exemple[12] :

Isobutyryl-CoA + 6 malonyl-CoA +12 NADPH+H+acide isopalmitique + 6 CO2 + 12 NADP+ + 5 H2O + 7 CoA.

Acide tuberculostéarique[modifier | modifier le code]

L'acide tuberculostéarique, ou acide 10-méthylstéarique, est un acide gras saturé synthétisé par les espèces de bactéries du genre Mycobacterium et par deux espèces du genre Streptomyces. Il est produit à partir d'un acide gras monoinsaturé, l'acide oléique. Après estérification de ce dernier sur un phospholipide, la S-adénosylméthionine donne un groupe méthyle sur la double liaison de cet acide gras[17]. Cette méthylation donne l'intermédiaire 10-méthylèneoctadécanoyle, qui est ensuite réduit avec du NADPH pour donner de l'acide 10-méthylstéarique, c'est-à-dire de l'acide tuberculostéarique[13].

Acides gras oméga-alicycliques[modifier | modifier le code]

Les acides gras oméga-alicycliques sont des acides gras dont la chaîne hydrocarbonée est terminée par un cycle aliphatique. La membrane plasmique de certaines bactéries est constituée en grande partie d'acide gras oméga-alicycliques. Ces derniers sont produits par le même système enzymatique que celui qui produit les acides gras ramifiés à partir d'acides carboxyliques à chaîne courte, la différence provenant de l'alimentation du système en thioesters de la coenzyme A et d'acides carboxyliques cycliques[12].

La production des amorces cyclique n'est pas encore bien comprise mais il a été proposé qu'elle implique la conversion d'oses en acide shikimique, ce dernier étant à son tour converti en thioester de la coenzyme A et d'acide cyclohexylcarboxylique, utilisé comme amorce[16].

Notes et références[modifier | modifier le code]

  1. (en) David I. Chan & Hans J. Vogel, « Current understanding of fatty acid biosynthesis and the acyl carrier protein », Biochemical Journal, vol. 430, no 1,‎ 2010, p. 1-19 (lire en ligne) DOI:10.1042/BJ20100462
  2. (en) P. Ferré, F. Foufelle, « SREBP-1c Transcription Factor and Lipid Homeostasis: Clinical Perspective », Hormone Research in Pædiatrics, vol. 68, no 2,‎ 2007, p. 72-82 (lire en ligne) DOI:10.1159/000100426
  3. a, b, c, d et e (en) Pablo S. Aguilar et Diego De Mendoza, « Control of fatty acid desaturation: a mechanism conserved from bacteria to humans », Molecular Microbiology, vol. 62, no 6,‎ décembre 2006, p. 1507-1514 (lire en ligne) DOI:10.1111/j.1365-2958.2006.05484.x
  4. a et b (en) Youjun Feng et John E. Cronan, « Complex binding of the FabR repressor of bacterial unsaturated fatty acid biosynthesis to its cognate promoters », Molecular Microbiology, vol. 80, no 1,‎ avril 2011, p. 195-218 (lire en ligne) DOI:10.1111/j.1365-2958.2011.07564.x
  5. a et b (en) Lei Zhu, Juanli Cheng, Biao Luo, Saixiang Feng, Jinshui Lin, Shengbin Wang, John E Cronan et Haihong Wang, « Functions of the Clostridium acetobutylicium FabF and FabZ proteins in unsaturated fatty acid biosynthesis », BMC Microbiology, vol. 9,‎ 4 juin 2009, p. 119 (lire en ligne) DOI:10.1186/1471-2180-9-119
  6. (en) Haihong Wang et John E. Cronan, « Functional Replacement of the FabA and FabB Proteins of Escherichia coli Fatty Acid Synthesis by Enterococcus faecalis FabZ and FabF Homologues », Journal of Biological Chemistry, vol. 279,‎ 13 août 2004, p. 34489-34495 (lire en ligne) DOI:10.1074/jbc.M403874200
  7. a, b, c et d (en) María C. Mansilla et Diego de Mendoza, « The Bacillus subtilis desaturase: a model to understand phospholipid modification and temperature sensing », Archives of Microbiology, vol. 183, no 4,‎ mai 2005, p. 229-235 (lire en ligne) DOI:10.1007/s00203-005-0759-8
  8. (en) M. Wada, N. Fukunaga et S. Sasaki, « Mechanism of biosynthesis of unsaturated fatty acids in Pseudomonas sp. strain E-3, a psychrotrophic bacterium », Journal of Bacteriology, vol. 171, no 8,‎ août 1989, p. 4267-4271 (lire en ligne)
  9. a et b (en) Chitra Subramanian Charles O. Rock et Yong-Mei Zhang, « DesT Coordinates the Expression of Anaerobic and Aerobic Pathways for Unsaturated Fatty Acid Biosynthesis in Pseudomonas aeruginosa », Journal of Bacteriology, vol. 192, no 1,‎ 30 octobre 2009, p. 280-285 (lire en ligne) DOI:10.1128/JB.00404-09
  10. (en) Naoki Morita, Masura Gotoha, 1, Nobuhiro Okajima, Hidetoshi Okuyama, Hideyuki Hayashi, Shoichi Higashi et Norio Murata, « Both the anaerobic pathway and aerobic desaturation are involved in the synthesis of unsaturated fatty acids in Vibrio sp. strain ABE-1 », FEBS Letters, vol. 297, no 1-2,‎ 3 février 1992, p. 9-12 (lire en ligne) DOI:10.1016/0014-5793(92)80316-9
  11. (en) Kun Zhu, Kyoung-Hee Choi, Herbert P. Schweizer, Charles O. Rock et Yong-Mei Zhang, « Two aerobic pathways for the formation of unsaturated fatty acids in Pseudomonas aeruginosa », Molecular Microbiology, vol. 60, no 2,‎ avril 2006, p. 260-273 (lire en ligne) DOI:10.1111/j.1365-2958.2006.05088.x
  12. a, b, c et d (en) T. Kaneda, « Iso- and anteiso-fatty acids in bacteria: biosynthesis, function, and taxonomic significance », Microbiology and Molecular Biology Reviews, vol. 55, no 2,‎ juin 1991, p. 288-302 (lire en ligne)
  13. a et b (en) FATTY ACIDS: BRANCHED-CHAIN – STRUCTURE, OCCURRENCE AND BIOSYNTHESIS sur le site Lipidlibrary de l'American Oil Chemists' Society Lipid Library.
  14. a, b, c, d et e (en) Devaray N. Naik, Toshi Kaneda, « Biosynthesis of branched long-chain fatty acids by species of Bacillus: relative activity of three α-keto acid substrates and factors affecting chain length », Canadian Journal of Microbiology, vol. 20, no 12,‎ 1974, p. 1701-1708 (lire en ligne) DOI:10.1139/m74-263
  15. a et b (en) H. Oku et T. Kaneda, « Biosynthesis of branched-chain fatty acids in Bacillus subtilis. A decarboxylase is essential for branched-chain fatty acid synthetase. », Journal of Biological Chemistry, vol. 263,‎ 5 décembre 1988, p. 18386-18396 (lire en ligne)
  16. a et b (en) FATTY ACIDS: NATURAL ALICYCLIC – STRUCTURES, OCCURRENCE AND BIOCHEMISTRY sur le site Lipidlibrary de l'American Oil Chemists' Society Lipid Library.
  17. (en) Kubica, George P., et Lawrence G. Wayne. The Mycobacteria: a sourcebook. Vol. 15. Marcel Dekker Inc, 1984.